=27

انواع متداول مبدل های مورد استفاده در بیوسنسورها شامل:
سنسورهای الکتروشیمیایی
مبدل های الکتروشیمیایی به سه دسته پتانسیومتری تقسیم می شوند (این روش مبتنی بر اندازه گیری پتانسیل یک پیل در جریان صفر است). این پتانسیل با لگاریتم غلظت ماده مورد سنجش متناسب است، (ولتامتری) یک پتانسیل به پیل اعمال می شود تا اکسایش (یا کاهش) ماده مورد سنجش اتفاق افتد و یک افزایش یا کاهش در جریان پیل ایجاد شود. این روش به آمپرمتری معروف است و رسانایی سنجی محلول های حاوی یون هادی الکترون هستند. بزرگی این رسانایی در اثر واکنش شیمیایی تغییر می یابد.رابطه بین رسانایی و غلظت به طبیعت واکنش وابسته است.
سنسور های نوری( لومینسانس، جذب و تشدید پلاسمون سطح )
روش های مورد استفاده در بیوسنسورهای نوری شامل طیف سنجی جذب، طیف سنجی فلورسانس، طیف سنجی انعکاس داخلی، پراش نور است.
این سنسورها دارای دو نوع حساس به تغییر جرم و حرارتی می باشند.
تمام فرایندهای شیمیایی با تولید یا جذب انرژی همراه هستند. این حرارت را می توان با یک ترمیستور حساس اندازه گیری کرد و آن را به میزان واکنش نسبت داد.
پردازنده های سیگنال که عمدتا مسئول برای نمایش نتایج و انجام محاسبات حسگر هستند.
حسگرهای زیستی طی سالهای اخیر مورد توجه بسیاری از مراکز تحقیقاتی قرار گرفته است. حسگرهای زیستی یا سنسورهای بر پایه مواد بیولوژیکی اکنون گستره ی وسیعی از کاربردها نظیر صنایع دارویی، صنایع خوراکی، علوم محیطی، صنایع نظامی بخصوص شاخه Biowar و ... را شامل می شود.
به طور کلی میتوان گفت حسگر های زیستی یک گروه از سیستمهای اندازه گیری می باشند و طراحی آنها بر مبنای شناسایی انتخابی آنالیتها بر اساس اجزا بیولوژیک وآشکارسازهای فیزیکی و شیمیایی صورت می پذیرد
از آنجا که حسگر های زیستی ابزاری توانمند جهت شناسایی مولکول های زیستی می باشند، امروزه از آنها در علوم مختلف پزشکی، صنایع شیمیایی، صنایع غذایی، مانیتورینگ محیط زیست، تولید محصولات دارویی، بهداشتی و غیره بهره می گیرند.در واقع این حسگرها ابزاری توانمند جهت شناسایی مولکولهای زیستی می باشند. حواس بویایی و چشایی انسان که به شناسایی بوها و طعمهای مختلف می پردازد و یا سیستم ایمنی بدن که میلیونها نوع مولکول مختلف را شناسایی می کند، نمونه هایی از حسگرهای زیستی طبیعی می باشند. بیشترین کاربرد حسگرهای زیستی در تشخیص های پزشکی و علوم آزمایشگاهی است، در حال حاضر بیوسنسور های گلوکز از موفق ترین بیوسنسور های موجود در بازار بوده که برای اندازه گیری غلظت گلوکز خون بیماران دیابتی استفاده می شود.
در پانکراس بیماران دیابتی به میزان کافی انسولین تولید نمی‌شود. در این گونه موارد برای تنظیم مصرف انسولین، سنجش مداوم میزان گلوکز خون ضروری است. این ابزار به بیماران مبتلا به دیابت کمک می کند تا در طول روز به سنجش سطح گلوکز خون خود پرداخته و در زمان های مورد نیاز انسولین تزریق کنند.
کاربردهای مختلفی برای حسگرهای زیستی در پزشکی و بالین متصور است که در ذیل اشاره می شود:
**تشخیص ودرمان بیماریها ( سرطان، دیابت و ......)
** تشخیص بیماریها در سطح ژن( سرطان، دیابت و ......)
**تشخیص عوامل بیماریزا
**اندازه گیری داروها و متابولیتهای آنها، کشف داروهای جدید و ارزیابی فعالیت آنها
** ارزیابی و اندازه گیری آنالیتها ی موجود در نمونه بیولوژیک
** تشخیص سریع بیماریها با استفاده از تستهای سریع یا Point-of- care ، ویژگی این تستها سرعت و ارزان بودن روش آزمایش است.
نانوحسگرهای زیستی
با ورود علوم و فناوری نانو و فراهم شدن امکان ساخت الکترودهایی در مقیاس بسیار کوچک، ساخت حسگرهای نانومتری نیز میسر شد. این حسگرها به لحاظ دارا بودن سایز نانومتری و کاربردشان در محیط های زیستی، نانوبیوسنسور (نانوحسگر زیستی) نامگذاری شدند. نانوحسگرهای زیستی الکترودهای بسیار کوچکی در اندازهء نانومتری و ابعاد سلولی هستند که از طریق تثبیت آنزیم های خاصی روی سطح آنها، نسبت به تشخیص گونه های شیمیایی یا بیولوژیک مورد نظر در سلول ها حساس شده اند. از این حسگرها برای آشکارسازی و تعیین مقدار گونه ها در سیستم های بیولوژیک استفاده می شود. این تکنیک، روش بسیار مفیدی در تشخیص عبور بعضی ملکول ها از دیواره یا غشای سلولی است.
در طی دههء گذشته، با پیشرفت فناوری ساخت فیبر نوری و ساخت نانوفیبرها، در پژوهش های پزشکی و بیولوژیک نیز تحول عظیمی صورت گرفته و فناوری ساخت حسگرهای زیستی و دانش تولید نانومتریِ این ابزارها روزبه روز گسترش یافته است. این حسگرها به لحاظ استفاده از فیبر نوری در ساختارشان «حسگرهای نوری» نامیده شده اند و به دو دستهء شیمیایی و بیولوژیکی تقسیم می شوند. بسته به اینکه بخواهیم این حسگر را برای تجزیهء گونهء داخل سلول، مایع بیولوژیک بین سلولی یا داخل خون به کار ببریم، ابعاد نوک حسگر، زاویهء مخروطی شدن نوک آن و میزان نرمی پوشش روی فیبر متفاوت خواهد بود.
تولید نانوحسگرهای زیستی نوری
برای تهیهء این فیبر به عنوان نوک حسگر، می توانیم از دستگاه های مورد استفاده برای کشش فیبرهای نوری استفاده نماییم.
در این دستگاه از لیزر دی اکسید کربن برای گرم کردن فیبر و از وسیله ای برای کشش فیبر در جهت محور اصلی آن استفاده می شود. محققان موفق شده اند با تغییر دما و میزان نیروی کششیِ اعمال شده به فیبر، نوک هایی برای حسگرهای زیستی بسازند که قطرشان بین 20 تا 500 نانومتر است. این تکنیک سرعت بالا (حدود 3 ثانیه) و روند تولید نسبتاً ساده ای دارد.
حسگرهای زیستی انواع مختلفی دارند اما مستقل از نوعشان همگی دارای سازو کاری مشترک اند. هر حسگر زیستی شامل دو بخش اصلی است: ۱/ عنصر تشخیص دهنده (recognition element) که برقراری پیوند شیمیایی با هدف را توسط ligand میسر می‌سازد، ۲/ انتقال دهنده (transducer) که وظیفه تبدیل سیگنال‌ها را بر عهده دارد.
حسگرهای زیستی به دو دسته مستقیم و غیر مستقیم تقسیم می‌شوند. در حسگرهای زیستی مستقیم هدف بدون هیچ واسطه‌ای با لیگاند پیوند برقرار کرده و شناسایی می‌شود. اما در حسگر غیرمستقیم این کار توسط یک عنصر واسطه انجام می‌گیرد.
در انتخاب حسگر مناسب باید دقت داشت که سرعت و سادگی حسگرهای مستقیم نسبت به غیرمستقیم بیشتر بوده و هم چنین قابلیت استفاده در حالت غیر مستقیم را نیز دارد و می توان برای اندازه گیری تغییرات فیزیکی (خواص اپتیکی، الکتریکی و شیمیایی) از آن استفاده کرد.
حسگرهای زیستی به دو دسته اپتیکی و مکانیکی تقسیم می‌شوند که از انواع اپتیکی می توان به SPR(Surface Plasmon Resonator), LSPR, … اشاره کرد که به شکل‌های فیبری (tip & taper) وجود دارند و مورد بحث ما هستند. از انواع مکانیکی نیز می توان از MEMS, quartz plasmon resonator یاد کرد، که در ابعاد نانو کاربردهای بسیار زیادی دارند.
این حسگرها از سه بخش تشکیل شده‌اند.
1.پذیرندهی زیستی یا عنصرِ زیستیِ حساس: یک مادهٔ زیستی (پادتن‌ها، اسید نوکلئیکها، آنزیم‌ها، سلول‌ها و دیگر ماده‌هایِ زیستی) که می‌تواند به صورتِ انتخابی تنها با مادهٔ خاصی واکنش نشان دهد.
2.آشکارساز و مبدل: که پس از واکنشِ ماده‌ای خاص با پذیرنده‌هایِ زیستی، وارد عمل می‌شوند و می‌توانند نوع و مقدارِ واکنش را با روش‌هایِ مختلفِ فیزیکی-شیمایی کرده (مثلاً با بررسیِ تغییرهایِ الکتروشیمیایی، نوری، جرمی یا حرارتیِ قبل و بعد از واکنش) و به وسیلهٔ سیگنال‌هایِ مناسب به پردازنده ارسال کنند.
بخشِ پردازنده که همچنین مسئولیتِ نمایشِ نتیجهٔ فعالیتِ حسگر را نیز بر عهده دارد. به طور کلی می‌توان گفت حسگر زیستیها (زیست حسگرها) یک گروه از سیستمهای اندازه گیری می‌باشند و طراحی آنها بر مبنای شناسایی انتخابی آنالیتها بر اساس اجزا بیولوژیک وآشکارسازهای فیزیکو شیمیایی صورت می‌پذیرد. حسگرهای زیستی متشکل از سه جزء عنصر بیولوژیکی، آشکار ساز و مبدل می‌باشند. طراحی حسگرهای زیستی در زمینه‌های مختلف علوم بیولوژی، پزشکی در دو دهه گذشته گسترش چشمگیری داشته‌است.
فناوری حسگر زیستی در حقیقت نشان دهنده ترکیبی از علوم بیوشیمی، بیولوژی مولکولی، شیمی، فیزیک، الکترونیک و کامپیوتراست. یک حسگر زیستی در حقیقت شامل یک حسگر کوچک و ماده بیولوژیک تثبیت شده بر آن می‌باشد. از آنجا که حسگرهای زیستی ابزاری توانمند جهت شناسایی مولکول‌های زیستی می‌باشند، امروزه از آنها در علوم مختلف پزشکی، صنایع شیمیایی، صنایع غذایی، مانیتورینگ محیط زیست، تولید محصولات دارویی، بهداشتی و غیره بهره می‌گیرند. در واقع این حسگرها ابزاری توانمند جهت شناسایی مولکولهای زیستی می‌باشند.
حواس بویایی و چشایی انسان که به شناسایی بوها و طعمهای مختلف می‌پردازد و یا سیستم ایمنی بدن که میلیونها نوع مولکول مختلف را شناسایی می‌کند، نمونه‌هایی از حسگرهای زیستی طبیعی می‌باشند. در حقیقت حسگرهای زیستی ابزارهای آنالیتیکی بشمار می‌روند که می‌توانند با بهره گیری از هوشمندی مواد بیولوژیک، ترکیب یا ترکیباتی را شناسایی نموده، با آنها واکنش دهند. و بدین ترتیب یک پیام شیمیایی، نوری و یا الکتریکی ایجاد نمایند. بیشترین کاربرد حسگرهای زیستی در تشخیص‌های پزشکی و علوم آزمایشگاهی است، در حال حاضر حسگرهای زیستی گلوکز از موفق ترین حسگرهای زیستیی موجود در بازار بوده که برای اندازه گیری غلظت گلوکز خون بیماران دیابتی استفاده می‌شود. همانگونه که ذکر گردید، اساس کار یک حسگر زیستی تبدیل پاسخ بیولوژیکی به یک پیام است. حسگرهای زیستی مرکب از سه بخش ۱)دریافتگر زیستی یا بیورسپتور ۲) آشکارساز و ۳) مبدل می‌باشند.
دریافتگرهای زیستی که در حسگرهای زیستی مورد استفاده قرار می‌گیرند به شرح ذیل می‌باشند:
۱. آنزیم
۲. پادتن
۳. گیرنده‌های سلولی
۴. اسیدهای نوکلئیک DNA یا RNA
۵. میکروارگانیسم یا سلول کامل
۶. بافت
۷. گیرنده‌های سنتتیک
در این سیستمها اندازه گیری تغییرات فیزیکی وشیمیایی انجام شده در سطح بیورسپتور و تبدیل آن به انرژی قابل اندازه گیری توسط مبدل انجام می‌شود. همچنین هدایت سیگنالهای فرستاده شده از مبدل به پرداشگر، تقویت، آنالیز و در نهایت تبدیل آن به واحد غلظت توسط آشکار ساز انجام می‌گیرد. انواع متداول مبدل‌های مورد استفاده در حسگر زیستیها شامل:
۱) الکتروشیمیایی ۲) نوری (تابناکی، جذب و تشدید پلاسمون سطح) ۳) حساس به تغییر جرم و ۴) حرارتی می‌باشند.
به عبارتی دیگر یک حسگر زیستی به طور کلی شامل یک سیستم بیولوژیکی تثبیت شده می‌باشد که در حضور آنالیت مورد اندازه گیری باعث تغییر خواص محیط اطراف می‌شود. وسیله اندازه گیری که به این تغییرات حساس است، سیگنالی متناسب با میزان و یا نوع تغییرات تولید می‌نماید که متعاقباً به سیگنالی قابل فهم برای دستگاههای الکترونیکی تبدیل می‌گردد. اختصاصیت و قدرت شناسایی یک آنالیت از میان دیگر آنالیتهای موجود در نمونه مورد آزمایش از ویژگی‌های یک حسگر زیستی می‌باشد. قابلیت انتخاب یک حسگر زیستی توسط بخش پذیرنده و مبدل آن تعیین می‌شود. بدین ترتیب مزایای حسگرهای زیستی بر سایر سامانه‌های اندازه‌گیری موجود را می توان در ۳ مورد زیر خلاصه نمود:
سیستم‌های اندازه گیری موجود توانایی سنجش مولکولهای غیرقطبیی که در بافتهای حیاتی تشکیل می‌گردند را ندارند در حالی که حسگر زیستیها می‌توانند این ترکیبات را شناسایی و سنجش کنند.
از آنجایی که مبنای کار حسگرهای زیستی بر اساس سامانه بیولوژیکی تثبیت و تعبیه شده در خود آنهاست، بنابراین آنها اثرات جانبی بر سایر بافتها ندارند.
کنترل پیوسته و بسیار سریع فعالیتهای متابولیسمی توسط این حسگرها امکان پذیر است.
حسگرهای زیستی بر اساس نحوه شناسایی آنالیت به دو گروه عمده تقسیم می‌گردند:
۱. حسگر زیستی با اساس شناسایی مستقیم پادگن (آنتی‌ژن): که واکنش پذیرنده با آنالیت مستقیما توسط حسگر شناسایی می‌گردد. عناصر بیولوژیک مورد استفاده در این گروه، گیرنده‌های سلولی و آنتی بادی‌ها می‌باشند.
۲. حسگر زیستی با اساس شناسایی غیر مستقیم پادگن: واکنش پذیرنده با آنالیت به طور غیر مستقیم توسط حسگر شناسایی می‌گردد. عناصر بیولوژیک مورد استفاده در این گروه ترکیبات نشاندار، مثل آنتی بادیها ی نشاندار شده و یا ترکیباتی با خاصیت کاتالیتیکی مانند آنزیم‌ها می‌باشند. توسعه حسگر زیستیها ازسال ۱۹۶۲ با ساخت الکترود اکسیژن توسط لی لند کلارک در سین سیناتی آمریکا برای اندازه گیری غلظت اکسیژن حل شده در خون آغاز شد. این حسگر همچنین بنام سازندهٔ آن گاهی الکترود کلارک نیز خوانده می‌شود. بعداً با پوشاندن سطح الکترود با آنزیمی که به اکسیده شدن گلوکز کمک می‌کرد از این حسگر برای اندازه گیری قند خون استفاده شد. بطور مشابه با پوشاندن الکترود توسط آنزیمی که قابلیت تبدیل اوره به کربنات آمونیوم را داراست در کنار الکترودی از جنس یون NH4 + زیست‌حسگری ساخته شده که می‌توانست میزان اوره در خون یا ادرار را اندازه گیری کند. این دو حسگر زیستی از مبدل‌های متفاوتی در بخش تبدیل سیگنال خویش استفاده می‌کردند. بطوریکه در نوع اول میزان قند خون با اندازه گیری جریان الکتریکی تولید شده اندازه گیری می‌شد (آمپرسنجانه=آمپرومتریک). و درنوع دوم اندازه گیری غلظت اوره بر اساس میزان بار الکتریکی ایجاد شده در الکترودها صورت می‌پذیرفت (پتانسیل‌سنجانه=پتانسیومتریک).
ویژگی‌های حسگرهای زیستی عناصر بیولوژیکی
همانطور که ذکر گردید حسگرهای زیستی سیستمهای اندازه گیری بسیار دقیق، حساس و اختصاصی می‌باشند و وجود بیورسپتورهای خاص علت ویژگیهای منحصر به فرد این سیستمهای اندازه گیری می‌باشد. در حقیقت اساس شناسایی وسنجش ترکیبات در این سیستمها، اتصال ویژه آنالیت مورد اندازه گیری به حسگر توسط بیورسپتورها می‌باشد. اهمیت این اجزا در عملکرد بسیار اختصاصی آنها نسبت به آنالیت خاصی است که بدین وسیله از مداخلهٔ مواد مزاحم که موجب عدم کارایی بسیاری از روشهای اندازه گیری است، جلوگیری می‌کند. جزء بیولوژیک ممکن است واکنش سوبسترا را کاتالیز کند(آنزیم) یا به طور انتخابی به سوبسترا متصل شود. آنزیم‌ها یکی از متداولترین عناصر بیولوژیکی هستند که در این سیستمها مورد استفاده قرار می‌گیرند. عناصر بیولوژیکی عامل اصلی گزینش در زیست‌حسگر محسوب می‌شوند که عمدتا در سه گروه تقسیم بندی میگردندکه به شرح زیر می‌باشد:
پادتن
آنزیم
اسید نوکلئیک
ساختارهای سلولی/ سلول‌ها
روش‌های تثبیت اجزای زیستی:به منظور ساخت یک حسگر زیستی پایدار، باید جزء بیولوژیکی به طرز خاصی به مبدل‌ها متصل گردد، چنین فرآیندی را تثبیت گویند. برای این منظور پنج روش به شرح زیر ارائه شده‌است:
جذب سطحی
ریزپوشینه‌سازی
محبوس‌سازی
پیوند عرضی
پیوند کووالانسی
مبدل:، تغییر قابل مشاهده فیزیکی یا شیمیایی را به یک پیغام قابل اندازه گیری، که بزرگی آن متناسب با غلظت ماده یا گروهی از مواد مورد سنجش است، تبدیل می‌نماید، چنین عملی ازتلفیق دو فرایند متفاوت حاصل می‌شود؛ این وسیله ویژگی و حساسیت مواد بیولوژیکی را با قدرت محاسبه گری ریزپردازشگر ترکیب می‌نماید. بیشتر حسگر زیستیها از مبدل‌های الکتروشیمیایی ساخته شده‌اند. مبدل‌ها را می‌توان به انواع زیر تقسیم بندی نمود:
مبدل‌های نوری
مبدل‌های الکتروشیمیایی
مبدل‌های پیزوالکتریک
مبدل‌های گرمایی
حسگر زیستی سیستمی با اندازه کوچک، حساسیت بالا وقابل حمل بوده که می‌تواند آنالیت مورد نظررا درغلظتهای بسیار کم در نمونه‌های بیولوژیک اندازه گیری کند. دو عامل در طراحی یک حسگر زیستی مناسب نقش ایفا می‌کند:
1-روش مناسب تثبیت دریافتگر زیستی در سطح جامد که موجب افزایش طول عمر، حساسیت و پایداری آن می‌گردد.
2-انتخاب مبدل مناسب.
استفاده از حسگرهای زیستی به دلیل دقت و حساسیت روش‌و همچنین در مواردی به دلیل عدم نیاز به وسایل پیشرفته و صرف زمان و هزینه زیاد برای تشخیص آنالیت‌ها در مراکز کوچک و در مراکز با امکانات کم و حتی در منزل نیز کاربرد دارد. این روشها می‌توانند در شناخت مکانیسم برخی بیماریها و اختلالات، در امر تشخیص و درمان بیماریها و عوارض آنها و شناسایی علل و زمینه‌های به وجود آورنده آنها و نیز در سایر علوم مرتبط نظیر داروسازی، سامانه‌های پیشرفته دارورسانی و شناسایی داروهای جدید و ارزیابی فعالیت بیولوژیک آنها فعالیّت نماید.
جزئیات فنی حسگر اپتیکی تشدیدگر پلاسمون سطح:حسگر تشدید پلاسمون سطح (SPR)‌مناسب‌ترین ابزار برای تحلیل برهمکنش‌های انواع مختلفی از مولکولهاست. ساده ترین و متداول ترین این برهم‌کنش‌ها، برهم‌کنش پادتن-پادگن است.
این سامانه‌ها بر اساس آشکارسازی مدولاسیون مکانی فاز (SMPD) است. در این سیستم نور تکفام موازی به منظور برانگیختن SPR استفاده می‌شود و فاز نور بازتابی به صورت مکانی مدوله شده تا یک طرح تداخلی ایجاد کند. در روابط پرتوهای تداخلی φ اختلاف فاز بین پرتوها، I شدت پرتوها، و f فرکانس فضایی خطوط تداخلی است.
نمونه‌های تجاری امروزی این نوع حسگرها بر اساس شدت آشکارسازی نور کار می‌کنند که بسیار مکانیزم ساده‌ای دارد، اما خطاهای موجود در منبع نوری، آشکار ساز نور و تقویت کننده موجب کاهش دقت حسگر شده و بیشتر از چیزی در حدود 10^-6 (RIU) نخواهد بود. به منظور افزایش دقت حسگر به جای اندازه گیری شدت، تغییرات فازی را اندازه گیری می‌کنند. همچنین برانگیختن حسگر باعث افزایش سرعت تغییر شدت و فاز می‌گردد.(دقت: 10^-4 (RIU))
اجزای SPR
لیزر He-Ne، 632.8nm ۲. دریچه ۱۰ میکرومتری(واقع در فاصله کانونی لنزها)، آلمینیومی ۳. بسط دهندهٔ پرتو ۴. صفحه موج ½ ۵. دیافراگم مثلثی ۶. منشور متساوی الاضلاع کریشمان (شیشه ZF5، ضریب شکست 1.740) ۷. تراشه حسگر ۸. سلول جریان ۹. منشور ولاتسون (زاویه جدایی.۳ درجه) ۱۰. منشور قطبنده ۱۱. لنز تصویرساز ۱۲. دوربین CCD متصل به رایانه ۱۳. رایانه
اساس کار حسگرهای اپتیکی بر پایه تغییر ضریب شکست نور در مرز منشور(فیبر) که در تماس با لیگاند است می‌باشد. به منظور افزایش جذب انرژی نور و دقت بیشتر یک لایه فلز (معمولا طلا) بر روی سطح منشور (فیبر) استفاده می‌کنند. حسگر فیبری SPR:در حسگر فیبری به جای استفاده از منشور از فیبر استفاده می‌شود. مزیت این نوع حسگر اندازه کوچک آن است. عملکرد فیبر نیز به همان شکل تغییر در ضریب شکست و فاز پرتوی بازگشتی است. در این شکل فیبر از قسمت نازک تر در تماس محلول مورد بررسی قرار گرفته، نور عبوری از فیبر (که دائما در حال بازتاب داخلی در فیبر است) در اثر وجود ویروس مورد نظر در محلول و قرار گرفتن بر روی لیگاند، دچار تغییر ضریب شکست شده و پرتو خروجی تغییر فاز نشان می‌دهد. با اندازه گیری شیفت در طول موج نور خروجی، به میزان غلظت ویروس و یا وجود یا عدم وجود ویروس پی می‌بریم. همچنین در قسمت زیرین فیبر از یک کره استفاده شده که باعث رفت و برگشت بیشتر نور و در نتیجه تقویت پرت می‌گردد.
برای ساختن تیپ فیبر را به مدت حدودا ۴۵ دقیقه در 1400ml اسید HF %48 به همراه 800 ml روغن قرار داده و سپس توسط NaOH اسید را خنثی و تیپ را می‌شویند. هرچه تیپ متقارن تر باشد پرتوی خروجی از آن دارای شکل متقارن تری است و در اندازه گیری دقت بیشتری به دست می‌دهد.
کاربردهای SPR
بررسی DNA به منظور کشف هرگونه نقص ژنتیکی و یا ابتلا به سرطان‌ها در بدو تولد.
در این روش با مقایسه طیف DNA با طیف ناشی از DNA دارای نقص در ترتیب که منجر به ایجاد سرطان می‌شود، از بدو تولد می‌توان از ابتلا به سرطان و یا سایر بیماریهای ژنتیکی اطلاع یافت.
به دست آوردن غلظت محلولی (گلوکز خون):
در این روش مخصوصا با تلفیقی از MEMSاز کپسول‌هایی استفاده می‌شود که با کاشت در بدن می‌توانند اطلاعات مربوط به بیمار را به طور لحظه‌ای به رایانه شخصی وی ارسال کنند.
حسگرهای زیستی نانومکانیکی
اگر چه استفاده از حسگرها قدمت زیادی دارد، اما در سال های اخیر نانوفناوری نقش مهم و فزاینده ای در توسعه آنها ایفا کرده است. نانوحسگرهایی که بخش اصلی حسگر در آنها ماهیت زیستی داشته باشند، با اسم نانوحسگر زیستی(Nano-biosensor) شناخته می شوند. نانوحسگرهای زیستی به دلیل دارا بودن اندازه نانومتری می توانند سنجش در محیط های زیستی را آسانتر، حساس تر و سریعتر انجام دهند.
حسگرهای زیستی ابزارهای تجزیه ای هستند که دارای سه جزء اصلی عنصر زیستی، مبدل و سیستم قرائت می باشند. عضو زیستی از گزینش‌پذیری بالایی برای برهم کنش زیستی و آشکارسازی آنالیت (ماده مورد تجزیه) برخوردار است. مبدل فیزیکی (Transducer) پدیده شناسایی را به یک اثر قابل اندازه گیری مانند سیگنال الکتریکی، نشر نوری یا حرکت مکانیکی تبدیل می کند. این اثر در نهایت توسط سیستم قرائت اندازه گیری می شود. نانوکانتیلورها و میکروکانتیلورها می توانند تعدادی از پدیده ها نظیر تغییرات جرم، دما، گرما، فشار و رطوبت را به انحراف (شیوه استاتیک) یا تغییر در فرکانس رزونانسی (شیوه دینامیک) تبدیل کنند. کانتیلورها در ساختمان زیست حسگرها بعنوان مبدل سیگنال شیمیایی به حرکت مکانیکی با حساسیت بالا بکار می روند. کلید استفاده از میکروکانتیلورها برای آشکارسازی گزینشی مولکول ها قدرت عاملدار کردن سطح کانیتلور است.
میکروکانیتلورها در آشکارسازی مواد شیمیایی مانند ترکیبات فرار، مواد منفجره، گونه های یونی، سموم، آلاینده های غذا و محیط، آفت کش ها و مواد زیستی مانند آشکارسازی DNA و پروتئین و گلوکز و ... بکار می روند.
نانوساختارهای مختلفی در ساخت نانوحسگرهای زیستی استفاده می شوند که بعضی از آنها عبارتند از: نانوذرات، نقاط کوانتومی، نانولوله ها، نانوفیبرها و نانو سیم ها.
اجزای اصلی زیست حسگر
حسگرهای زیستی ابرازهای تجزیه ای هستند که دارای سه جزء اصلی عنصر زیستی(به عنوان جزء اصلی تشخیص دهنده یونها یا مولکولهای هدف)، مبدل (Transducer) و سیستم قرائت(Read out Sys--) می باشند. در حسگرهای زیستی، عضو زیستی با روش های مختلف روی مبدل تثبیت(Immobilize) شده است . این عضو زیستی از گزینش پذیری بالایی برای برهم کنش های زیستی و آشکارسازی آنالیت برخوردار است (در سیستم های زیستی بین گیرنده و لیگاند مربوط به آن ارتباط اختصاصی وجود دارد که نمونه جالب آن رابطه کاملا اختصاصی بین آنزیم و پیش‌ماده (Substrate) آن می باشد. بدین معنا که آنزیم فقط پیش‌ماده خاص خود را می پذیرد و واکنش موردنظر را تنها بر روی پیش‌ماده ویژه کاتالیز می کند. این ویژگی از تطابق ساختار جایگاه فعال آنزیم (Active site) با ساختار پیش‌ماده ناشی می شود. مبدل فیزیکی پدیده شناسایی را به یک اثر قابل اندازه گیری مانند سیگنال الکتریکی، نشر نوری یا حرکت مکانیکی تبدیل می کند. این اثر در نهایت توسط سیستم قرائت اندازه گیری می شود.
معمولترین عضو زیستی در زیست حسگرها آنزیم ها، آنتی بادی ها، اندامک ها، گیرنده ها و اسیدهای نوکلئیک هستند که با اتصال ویژه به آنالیت موردنظر امکان تجزیه کمی و کیفی آن را فراهم می آورند.
مبدل های معمول در ساخت زیست حسگرها شامل انواع نوری، الکتروشیمیایی، ترمومتری، پیزوالکتریک و ... می باشند که به ترتیب سیگنال ایجاد شده را به علایم نوری،الکترونیکی، تغییرات گرمایی و نوسانی تبدیل می کنند.
این حسگرها بر مبنای نوع جزء زیستی، نحوه کار مبدل یا کاربرد آنها تقسیم بندی می شوند .
امتیازات و عوامل پیشرفت زیست حسگر ها
در اوایل 1960 کلارک و لایونز و آپدایک و هیکز اولین زیست حسگرها را بر مبنای برهمکنش کاتالیتیکی ویژه آنزیم گلوکز اکسیداز با گلوکز توسعه دادند. بعد از آن رشد سریعی در مطالعه فعالیت ها در این زمینه اتفاق افتاد که باعث پیشرفت بزرگی در توسعه ابزارهای حسگر برای اندازه گیری مولکول های زیستی در زمینه های مختلف صنعتی، دارویی، بالینی و کنترل های محیطی گردید.
پیشرفت در میکروفناوری و نانوفناوری پیشرفت حسگرهای بسیار حساس (با توانایی آشکارسازی خمیدگی های در حد نانومتر)، با امتیاز کوچک بودن (امکان سنجش آسانتر محیط های زیستی) را منجر شد. توانمندی بالا، قابلیت اطمینان، صرف انرژی کم، صرفه جویی در زمان و قیمت و آنالیت از مزایای استفاده از این نانو زیست حسگرهاست. سهولت و سرعت بالای اندازه گیری، تکرارپذیری، عملکرد اختصاصی، قابلیت حمل، امکان ساخت آرایه های چند عنصری برای اندازه گیری همزمان و قرائت چندین نمونه، حساسیت بالا و امکان جمع شدن با فناوری میکروالکترونیک از دیگر مزایا می‌باشند. این روش آشکارسازی نیاز به نشاندار کردن (Labeling) ندارد.
معرفی زیست حسگرهای نانومکانیکی
میکروکانتیلورها برای میکروزیست حسگرها و نانوزیست حسگرها بسیار امیدبخش هستند و از کانتیلورهای مورد استفاده در میکروسکوپ نیروی اتمی Atomic Force Microscopy-AFM)) مشتق می شوند. کانتیلورها سکوهای فنری در اندازه های نانو و میکرو می باشند و بر مبنای انحراف سکو و یا تغییر فرکانس رزونانسی حاصل از حضور آنالیت در سطح کانتیلور عمل می کنند.
زمانیکه یک برهمکنش زیست مولکولی در سطح آنها اتفاق می افتد میکروکانتیلور شناسایی مولکولی زیست مولکول ها را به اشارات نانومکانیکی ترجمه می کند که بطور رایج به یک سیستم قرائت نوری (Optical Readout Sys--) یا پیزورسیستیو (Piezo-Resistive Readout Sys--) بعنوان مبدل نیروی مکانیکی به جریان الکتریکی کوپل می شود. میکروکانتیلور مثال جالبی از همراهی نانوفناوری و زیست فناوری است . حسگرهای مبتنی بر کانتیلوردر محیط هوا, خلا و مایع عمل می کنند.
توسعه زیست حسگرهای مجتمع (Integrated) برای آشکاسازی همزمان گونه های مهم زیستی منجر به مفهوم زیست تراشه ها (Biochip) شده است که به عنوان بسترهای دارای میکرو آرایه های زیست پذیرنده ها (Bioreceptor) تعریف می شوند. زیست تراشه های حاوی نانو و میکروکانتیلورها بعنوان عناصر حسگر به نیروی خارجی، نشان دار کردن (Labling) و مولکول های فلورسان نیاز ندارند .
امروزه طیفی از حسگرهای فیزیکی، شیمیایی و زیستی قرار گرفته روی سکوی کانتیلور مورد مطالعه هستند. اگر چه آشکارسازهای منفرد بر مبنای کانتیلورها توسعه یافته اند ولی یک آرایه (Array) از چنین حسگرهایی می تواند اطلاعات فزاینده ای فراهم کند که توسط ابزارهای منفرد قابل دسترسی نیستند. حسگرهای میکروکانتیلور چندعاملی (Multifunctional) با تنوعی از پوشش ها امکان اندازه-گیری مخلوطی از بخارات را با حساسیت بالا فراهم می کنند. تنوعی از پوشش ها و ضخامت ها می توانند برای آشکارسازی بخارات شیمیایی بکار روند. پاسخ آرایه می-تواند برای شناسایی مخلوطی از اجزای شیمیایی بکار رود. استفاده از آرایه ها روی یک تراشه و بدست آوردن مجموعه ای از اطلاعات سبب سهولت نصب و ساخت، استفاده سیار از سیستم، کاهش هزینه و نیرو در طیف وسیعی از کاربردها از صنعت تا محیط زیست را فراهم می کند .
پیشرفت های آینده بهینه سازی ابعاد و شکل کانتیلور را برای رسیدن به کارایی های ویژه شامل می‌شود. حساسیت فشاری، جرمی و دمایی حداکثری، استفاده از آرایه کانتیلورهای موازی که با معدل گیری از نتایج آنها نسبت S/N (نسبت پاسخ حسگر به مولکول هدف (سیگنال) به پاسخ های بی هدف (نویز) که هرچه بیشتر باشد کارآیی حسگر مطلوب تر است)افزایش می یابد، آنالیزهای چندگانه با کانتیلورهای با پذیرنده‌های مختلف, ساده تر کردن قسمتهای مختلف و تجمع آنها از این دسته‌اند.
استفاده های جاری از زیست حسگرها به دنبال ابزارهایی است که قادر باشند توسط هر کس در هر جایی و برای آزمایش هر چیزی در زمان واقعی و با هزینه جزئی عمل کنند. برای قابل حمل بودن زیست حسگرها، حذف اثرات محیط و خودکارسازی عملکرد زیست حسگر ضروری است .
عملکرد کانتیلورها
کانتیلورها می توانند تعدادی از پدیده ها نظیر تغییرات جرم، دما، گرما، فشار و رطوبت را به انحراف (شیوه استاتیک) یا تغییر در فرکانس رزونانسی (شیوه دینامیک) تبدیل کنند و در ساختمان زیست حسگرها بعنوان مبدل سیگنال شیمیایی به حرکت مکانیکی با حساسیت بالا بکار می روند . جذب سطحی مولکول ها وقتی به یکی از سطوح کانتیلور محدود می شود فشار سطحی اختلافی تولید می کند که کانتیلور را خم می کند و همزمان فرکانس رزونانسی کانتیلور به خاطر بارگذاری تغییر می کند. خمیدگی و تغییر در فرکانس رزونانسی می تواند توسط چندین تکنیک: خمیدگی محور نوری (Optical Beam Deflection)، مقاومت پیزو (Piezoresistivity) ، پیزوالکتریستی (Piezoelectricity)، تداخل سنجی (Interferometry) ، تغییرات ظرفیت خازنی (Capacitance) و ... نمایش داده شوند.
اساس حسگری با توجه به وسیله، مولکول های آنالیت و دقت مورد نیاز متنوع است . بطور کلی حسگرهای شیمیایی اغلب بر مبنای شیوه تبدیل، به چهار زمینه عمده الکتروشیمیایی (Electrochemical)، نوری (Optical)، حساس به گرما (Thermosensitive) و حساس به جرم (Mass Sensitive) طبقه بندی می شوند. پاسخ حسگرهای حساس به جرم، با جرم آنالیت بر همکنش کننده با سطح عنصر حسگر متناسب است . حسگرهای میکروکانتیلور به هیچ برچسبی (Label) جهت پاسخ به حضور مولکول روی سطح زیست حسگر نیاز ندارند. در روش های بدون برچسب می توان از نمونه های اصلاح نشده استفاده کرد، در نتیجه امکان قرائت پاسخ در زمان واقعی فراهم می شود. حسگرهای نانومکانیکی حساسیت بالایی در یک ناحیه کوچک (100μm2) در مقایسه با زیست حسگرهای بدون برچسب دیگر نظیر تشدید پلاسمون سطحی (SPR) و ریز ترازوی بلور کوارتز (Quarrtz Crystal Microbalance-QCMB)دارند . زمانیکه اتم های سطح کانتیلور تحت بازآرایی ناشی از جذب سطحی گونه های شیمیایی قرار می گیرند، تغییرات مهمی در فشار روی سطح اتفاق می افتد. این تغییرات کششی یا تراکمی به طبیعت گونه جذب شده بستگی دارد . روش استاتیک یک تکنیک آشکارسازی dc (جریان مستقیم) است که انحراف ناشی از فشار اتصال مولکول هدف به پذیرنده در سطح میکروکانتیلور را آشکارسازی می کند. روش دینامیک آشکارسازی ac (جریان متناوب) است که تغییرات جرم کانتیلور را با استفاده از جابه جایی فرکانس رزونانسی آشکارسازی می-کند .
رایج ترین سیستم های قرائت
تکمیل یک سیستم قرائت با ظرفیت نشان دادن تغییرات با دقت nm ضروری است. برای این منظور روشهای آشکارسازی استاتیک و دینامیک تأیید شده اند که بسیار حساس اند .
روش استاتیک
انعطاف پذیری کانتیلور در این روش سبب می شود تا اتصال مولکول هدف به پذیرنده که بر سطح کانتیلور تثبیت شده منجر به انحراف و خمیدگی در کانتیلور شود. این شیوه اجازه می دهد حسگر تغییرات بینهایت کوچک ناشی از جذب سطحی مولکولی را اندازه بگیرد. به این علت کانتیلورها زیست‌حسگرهای بسیار حساسی هستند و با تکنیک کانتیلور، آشکارسازی فشار سطحی تا حد4-10 N/m ممکن است. چنین اندازه گیری همچنین کمی و مرتبط با غلظت آنالیت موردنظر است. چندین تکنیک برای آشکارسازی خمیدگی کانتیلور بکار می روند که تکنیک های نوری و مقاومت پیزو و روش‌های خازنی معمولترین روش ها هستند. تحت شرایط واقعی حسگرها باید در طولانی مدت پایدار و نسبت به مولکول هدف حساس و انتخابگر باشند .
روش های نوری
الف- نور لیزر بر انتهای آزاد کانتیلور که به عنوان آیینه عمل می کند متمرکز می شود. به منظور افزایش انعکاس کانتیلورهای تجاری عمدتاً با لایه نازکی از طلا پوشش داده می شوند. نور منعکس شده به آشکارساز نوری برخورد می کند. وقتی کانتیلور خم می شود نور لیزر بر روی آشکارساز نوری حرکت می کند. فاصله طی شده توسط محور لیزر با انحراف کانتیلور متناسب بوده و با فاصله کانتیلور- آشکارساز نوری افزایش می یابد که باید در کالیبراسیون لحاظ شود. نکته قابل توجه در این روش این است که شیب در نقطه برخورد لیزر به کانتیلور جهت تعیین نسبت خمیدگی کانتیلور به جابه جایی تنظیم شود.
-این روش، تفکیک در حد آنگسترم را فراهم می کند که به آسانی انجام می گیرد. مشکل عمده این تکنیک این است که نیاز به ابزارهای خارجی برای اندازه گیری انحراف دارد. بنابراین چینش متوالی و کالیبره کردن آن بسیار وقت گیر است.
برای بدست آوردن پاسخ آرایه ها به این روش یک چالش تکنولوژیکی وجود دارد چرا که به آرایه ای از منابع لیزر به تعداد آنالیت های مورد شناسایی نیاز است. در این تکنیک ترتیب on و off هر منبع لیزر برای اجتناب از همپوشانی محورهای منحرف شده روی آشکارساز نوری ضروری است. این مشکل عمدتاً با استفاده از روبش منبع لیزر حل می شود و محور لیزر مرتباً طول آرایه را اسکن می کند.
ب- برای مینیاتوری کردن (Miniaturization)، کانتیلور باید بصورت تجمعی با یک سیستم قرائت ساخته شود تا از تنظیمات خارجی و اثرات محیطی اجتناب شود. یک راه برای تأمین چنین هدفی استفاده از نوعی سیستم های مجتمع نوری است که در آن میزان خمیدگی از طریق نشان دادن تغییرات در شدت نور انتقال یافته از طریق کانتیلور که بعنوان انتقال دهنده موج عمل می کند تعیین می شود. نور پس از ورود به سیستم از طریق انتقال دهنده موج، ورودی عرض شکاف را به سمت کانتیلور طی می کند و پس از کوپل به کانتیلور مسیر خود را ادامه می دهد و از طریق موج بر خروجی از سیستم خارج می شود. وقتی کانتیلور خم می شود مقداری از نوری که می تواند به موج بر کانتیلور کوپل شود کاهش می یابد و شدت نور خروجی افت می کند. از تغییرات شدت نور می توان به میزان خمیدگی کانتیلور پی برد . زیست حسگرهای نوری نسبت به انواع دیگر زیست حسگرها از امتیازاتی چون آشکارسازی های چندآنالیتی و مونیتورینگ پیوسته برخوردارند .
کانتیلورهای پیزو
حسگرهای مبتنی بر میکروکانتیلور مقاومتی پیزور، تغییرات مقاومت ناشی از فشار قرار گرفتن در معرض آنالیت موردنظر را اندازه می گیرند. این فشار زمانی اتفاق می افتد که آنالیت جذب سطحی یا متصل به ماده حسگر پوشش یافته روی کانتیلور می شود. در این سیستم کانتیلور بطور کامل یا جزئی داخل مواد حسگر قرار می گیرد.
قسمتی از ماده حسگر که در معرض آنالیت ها است آنالیت را بطور انتخابی جذب می کند و در نتیجه تغییر حجم کوچکی در ماده حسگر ایجاد می شود که به عنوان تغییر مقاومت در کانتیلور اندازه گیری می شود. به این ترتیب آنالیت آشکارسازی می شود. عنصر کلیدی در طراحی این نوع کانتیلور ساخت ترکیبی است که در معرض آنالیت موردنظر متورم شده یا ابعادش تغییر کند. از پلیمرهای آلی رایج بعنوان ماده حسگر برای آشکارسازی حضور بخار آب و بسیاری ترکیبات آلی فرار مانند استون، تولوئن، اتانول، هگزان و .... استفاده شده است. مولکول های آنالیتی که پارامترهای انحلال آنها نزدیک و متناسب با پلیمر باشد به آسانی روی آن پلیمر توزیع می شوند. بنابراین از آرایه هایی از حسگرها با پارامترهای انحلال پذیری مختلف می توان برای شناسایی دامنه وسیعی از گونه های آنالیت استفاده کرد. هیدروژل های سنتزی (Synthetic Hydrogels) می توانند تغییرات حجمی بزرگی را در پاسخ به تغییرات دما، pH، رطوبت و فاکتورهای دیگر تحمل کرده و مواد مناسبی جهت طراحی کانتیلورهای مقاومتی پیزو برای ثبت تغییرات این پارامترها محسوب می شوند. مواد زیستی خالص نیز که در اثر اتصال به آنالیت تغییرات حجم سنجی قابل اندازه گیری با کانتیلور را داشته باشند می توانند به عنوان حسگر استفاده شوند. مولکولهای لایه حسگر ممکن است آنالیت را جذب سطحی کنند یا با آن مخلوط شوند و یا پیوند شیمیایی ایجاد کنند.
برای اینکه مقاومت پیزو قابل مشاهده باشد، هدایت الکتریکی در طول ضخامت کانتیلور باید نامتقارن باشد که اغلب توسط اختلاط (Dopping) اختلافی ماده صورت می گیرد. وقتی ماده مقاومتی پیزور مانند سیلیکون مختلط شده (Dopped) تحت شرایط مکانیکی قرار می گیرد، هدایت الکتریکی آن تغییر می کند. برای اندازه گیری تغییر در مقاومت، کانتیلورهای سیلیکون باید در شرایط بایاس (Bias) مستقیم پل وتستون قرار گیرند. در پل وتستون یک زوج کانتیلور قرار می گیرد که یکی بعنوان رفرانس عمل می کند. خروجی سیستم، سیگنال تفاضلی بین دو کانتیلور است. نسبت سیگنال به نویز در این روش قویاً بهبود می یابد و نویز حاصل از اتصالات غیرویژه، نوسانات حرارتی و لرزش ها حذف می شود. اتصالات غیرویژه به سطح مشکلی عمومی است که باید در تمام آنالیزها به حداقل برسد. اگر چه حذف کامل این پارامترها غیرممکن است می توان تأثیر آن روی آشکارسازی را با استفاده از کانتیلور رفرانس کنترل کرد.
کانتیلورهای پیزورسیستیو در مقایسه با نوع نوری چندین امتیاز دارند:
- آشکارسازی پیزورسیستیو می تواند در محلول های غیرشفاف و مایعات آشفته صورت گیرد.
- نیازی به چینش وقت گیر لیزر نیست.
- این سیستم قرائت می تواند بصورت ائتلافی روی ورق سیلیکون قرار گیرد.
- کنترل دما به آسانی انجام می گیرد.
- با کوچک کردن و ساخت آرایه ها سازگار است و هزینه کمتری دارد.
ضعف عمده، سطح نویز ذاتی است که در مقایسه با کانتیلورهای نوری مستقیماً بر تفکیک و حساسیت اثر می گذارد . کنترل دما می تواند بعنوان ابزاری برای شکستن پیوندهای لیگاند- پذیرنده بکار رود. بنابراین لایه حسگر بازتولید می-شود .
روش دینامیک
در روش دینامیک، کانتیلور بطور مکانیکی در فرکانس رزونانسی خود تحریک می شود که اتصال آنالیت موجب جابه جایی این فرکانس رزونانسی می شود و توسط پل وتستون مجتمع با پیزورسیسیتو حس می شود .
تغییرات در فرکانس رزونانسی می تواند با اندازه گیری نویز گرمایی کانتیلور آشکارسازی شود. هنگام کار در مایعات پیک رزونانس بسیار کمتر از هوا انتقال پیدا می کند که از اثر میرایی مایعات ناشی می شود. این فاکتور اندازه گیری های بر مبنای روش دینامیک را به شدت متاثر می کند. در نتیجه این روش برای نشان دادن فرآیندهای بیوشیمیایی در محیط آبی نسبت به روش استاتیک کارآمدی کمتری دارد. حسگرهای کانتیلور که در روش استاتیک عمل می کنند بعنوان شیوه ای برای سنجش های نانومکانیکی زیست مولکولی مفید ترند. برای رسیدن به حساسیت بالا هنگام کار با مایعات در روش دینامیک پیش فعالسازی کانتیلور با استفاده از تغییر زمینه الکتریکی، مغناطیسی یا صوتی ضروری است . بطور کلی حساسیت روش استاتیک دو تا سه برابر از روش دینامیک بیشتر است .
پل وتستون پیزو رسیستیو برای تشخیص نوسان رزونانسی در لبه کانتیلور جایی که ماکزیمم فشار مکانیکی وجود دارد جاگذاری می شود. در حالیکه در مورد سیستم استاتیک حیطه اندازه گیری در طول کانتیلور بوده و منطقه وسیعتری را پوشش می دهد .
در بررسی مولکول های پیچیده مثل پروتئین ها چند منبع فشار احتمالی دیگر غیر از اثر جذب سطحی آنالیت روی کانتیلور وجود دارد. برهمکنش الکترواستاتیک جذب سطحی شده های مجاور، تغییرات در آبگریزی سطح و تغییرات ساختاری مولکول های جذب شده همگی می توانند عامل فشار باشند. در نتیجه تغییرات در فشار می‌تواند مستقیماً به انرژی پیوند لیگاند- پذیرنده مرتبط نباشد .این مسئله مخصوصاً برای جذب سطحی زیستی به خاطر پیچیدگی برهمکنش های مربوطه مطرح است. بعنوان مثالی از پیچیدگی این مسئله مشاهده نحوه جذب سطحی DNA مکمل روی سطح کانتیلور است که می تواند بسته به نیروی یونی بافری که هیبریداسیون در آن اتفاق می افتد منجر به فشار کششی یا تراکمی شود که ناشی از برهمکنش دو نیروی مخالف است. کاهش آنتروپی ناشی از جذب سطحی DNA بعد از هیبریداسیون که منجر به کاهش فشار تراکمی است و دافعه الکتروستاتیک بین DNA جذبی که منجر افزایش فشار تراکمی است . از اثر پیوندهای غیرویژه مولکول ها و منابع نویز مانند لرزش و تغییرات دما با استفاده از کانتیلور رفرنس می توان اجتناب کرد .
در کانتیلورها با افزایش نسبت طول به ضخامت حساسیت بالا می رود و نویز مکانیکی خارجی مستقیماً حداقل انحراف قابل آشکارسازی را متأثر می کند. حساسیت بالا و بطور همزمان نویز پایین با استفاده از کانتیلورهای کوچکتر فراهم می شود. کانتیلورهای کوچکتر همچنین به خاطر فرکانس رزونانسی بالا دارای قدرت پاسخ‌دهی بالا می باشند .
حساسیت آشکارسازی انحراف کانتیلور ناشی از جذب سطحی و تغییر فرکانس رزونانسی ناشی از بارگذاری می تواند در حد ppb و ppt باشد .میکروکانتیلورهای بسیار نازک تا نیروی N18-10 را اندازه می گیرند .
لیزر دی اکسید کربن
لیزر وسیله‌ای برای تولید پرتوی تکفام و همدوس در نواحی نور فرابنفش ، مرئی و یا فروسرخ از طیف امواج الکترومغناطیسی است. کلمه لیزر در حقیقت از حروف اول کلمه‌های عبارت انگلیسی زیر گرفته شده است:
Light Amplification by Stimulated Emission of Radiation
این عبارت به معنی "تقویت نور با روش گسیل القایی تابش" گرفته شده است، که همه آنها اصطلاحهایی فیزیکی هستند. از آنجا که باریکه نور لیزر همدوس است (یعنی امواج آن همفاز هستند و به عبارت دیگر مانند سربازانی هستند که باهم پا می‌کوبند، با واگرایی بسیار کم پیش می‌رود و مانند نور معمولی نبوده و کمتر پخش می‌شود) و در نتیجه چگالی و یا تراکم آن در فضا ثابت می‌باشد. پرتو لیزر همچنین مزیت تمرکز زیاد انرژی در واحد سطح را دارد.
مبانی نظری
اتمها در حالتهای گسسته‌ای از انرژی وجود دارند. وقتی یک اتم که در حالت پایه (پایین‌ترین حالت انرژی) است انرژی جذب کند، به حالت انرژی برانگیخته‌ای صعود می‌کند. به دنبال آن در بازگشت به حالت پایه چه بطور مستقیم و چه از طریق حالتهای انرژی میانی ، فوتونهای تابشی با بسامد و طول موجی گسیل می‌دارد که بستگی به اختلاف انرژی بین حالتهای انرژی "شبه پایدار" می‌باشند.گسیل فوتون از اتمها در حالتهای انرژی شبه پایدار گاه به تأخیر می‌افتد تا در نهایت به گسیل تابش فلورسانسی یا فسفرسانسی منجر شود.
اتمهایی که برای عملکرد لیزر مناسب می‌باشند، باید حداقل دارای چنین حالت شبه پایداری باشند. وقتی یک فوتون که از حالت شبه پایدار اتمی گسیل شده ، از نزدیکی یک اتم دیگر که در همان حالت است عبور کند می‌تواند آن اتم را ترغیب کند تا یک فوتون تابشی گسیل دارد که دارای انرژی (و طول موج) ، جهت ، قطبش و فاز یکسان مانند خودش باشد. هر یک از چنین فوتونهای ترغیب شده‌ای خود نیز می‌توانند باز هم فوتون مشابه دیگری را ترغیب کنند. این فرآیند که اساس عملکرد لیزر است یک فرآیند جمع شونده و پیوسته است و می‌توان با ایجاد شرایط مناسب آن را تقویت کرد.
تهیه تعداد لازم از اتمهایی که در حالت انرژی شبه پایدار صحیح باشند، ضرورت اساسی برای عملکرد لیزر است. عملکرد لیزر بستگی به ایجاد یک "وارونی تعداد" دارد که در آن بیشتر اتمها در حالت شبه پایدار می‌باشند. انرژی را باید به این تعداد "پمپ کرد" تا وارونی لازم را ایجاد کنند. بنابراین حالت شبه پایدار مستقیما و یا با تنزل از یک حالت بالاتر بوجود می‌آید.
لیزرهای دی اکسیدکربن
لیزر دی اکسیدکربن (CO2) نمونه‌ای از یک لیزر گاز مولکولی پر قدرت است. باریکه خروجی وقتی کانونی شود می‌تواند صفحات الماس و فولاد ضخیم را در عرض چند ثانیه برش دهد. نمودار تراز انرژی یک گاز مولکولی بطور قابل توجهی پیچیده‌تر از آن برای یک اتم است. حالتهای انرژی که قبلا توضیح داده شده بصورت ترازها منجر به گسیل نور مرئی می‌شوند. هر تراز الکترونی در یک مولکول گاز بطور کلی دارای زیر ترازهایی مربوط به ارتعاشات مجاز مولکولی می‌باشد و هر یک از این ترازهای ارتعاشی نیز زیر ترازهایی بر اساس دوران مجاز مولکولی دارند.
عملکرد لیزر از طریق گذارهای بین ترازهای ارتعاشی - دورانی مختلف امکان پذیر می‌شود و تابش خروجی به صورت فرو سرخ (فوتونهای کم انرژی) می‌باشد. لیزر CO2 با استفاده از این نوع گذار یک باریکه خروجی مثلا به طول موج 10.6 میکرومتر در عملکرد موج پیوسته (CW) می‌دهد. طراحی لیزر ، CO2 شبیه He - Ne است، با این تفاوت که مخلوط گاز (9% دی اکسید کربن ، 15% نیتروژن ، 76% هلیوم) پیوسته و بطور یکنواخت از داخل لوله عبور می‌کند. پمپ کردن این لیزر مانند لیزر هلیوم- نئون با برانگیزش dc انجام می‌گیرد. لوله را باید خنک کرد، این کار معمولا با جریان آب بطور یکنواخت از میان یک پوشش به دور لوله صورت می گیرد.
لیزر زایی در CO2
عمل لیزر کنندگی در لیزر CO2 بواسطه انتقال انرژی از اتمهای نیتروژن برانگیخته به ترازهای انرژی مجاور مولکولهای CO2 صورت می‌گیرد. بهره توان بالای لیزر CO2 (حدود 15%) به دلیل پایین قرار داشتن حالتهای انرژی ارتعاشی و دورانی دی اکسیدکربن که انرژی کمی برای برانگیختگی لازم دارند. با قرار دادن یک Q - سوئیچ می‌توان لیزر CO2 را از عملکرد موج پیوسته به عملکرد پالسی (ضربه‌ای) تبدیل کرد. با استفاده از این شیوه یک لیزر 100 واتی CW می‌تواند پالسهای 100 کیلو واتی در عرض 150 نانو ثانیه و با 400 پالس در ثانیه ایجاد کند.
لیزر CO2 نمونه‌ای از یک نوع طیفی غنی از منبع انرژی است، زیرا تعداد بسیار زیادی از انتقالهای لیزری امکان پذیر می‌باشند. لیزرهای با چنین مشخصه‌ای را لیزرهای قابل تنظیم می‌گویند. لیزرهای CO2 جدید بعضا روی بیش از 85 طول موج مختلف قابل تنظیم هستند. تنظیم ممکن است با شیوه خوش ساختی از طیف نگار "لیترو" که در آن از یک منشور و یا از یک توری پراش برای پراکندگی استفاده می‌شود، انجام گیرد. در یک انتهای لیزر ، منشور تمام نقره اندودی که قابل چرخش است قرار دارد و نور را طوری پراکنده (پاشنده) می‌کند که فقط خط طیف با محور لیزر هم خط می‌شود و به دنبال آن تقویت می‌گردد و امواج ایستاده بجای می‌گذارد.
فیبر نوری
دسته‌ای از تارهای نوری فیبر نوری یا تار نوری (Optical Fiber)‏ رشته ی باریک و بلندی از یک ماده ی شفاف مثل شیشه یا پلاستیک است که می‌تواند نوری را که از یک سرش به آن وارد شده، از سر دیگر خارج کند. فیبر نوری داری پهنای باند بسیار بالاتر از کابل‌های معمولی می‌باشد، با فیبر نوری می‌توان داده‌های تصویر، صوت و داده‌های دیگر را به راحتی با پهنای باند بالا تا ۱۰ گیگابایت انتقال داد.
تاریخچه ی ساخت فیبر نوری
رونمایی از پروژه - ریسرچطبیعت در سال ۱۸۸۴ توسط ژان دانیل کلادوناولین کسانی که در قرون اخیر به فکر استفاده از نور افتادند، انتشار نور را در جو زمین تجربه کردند. اما وجود موانع مختلف نظیر گرد و خاک، دود، برف، باران، مه و... انتشار اطلاعات نوری در جو را با مشکل مواجه ساخت. بعدها استفاده از لوله و کانال برای هدایت نور مطرح گردید. نور در داخل این کانالها بوسیله آینه‌ها و عدسی‌ها هدایت می‌شد، اما از آنجا که تنظیم این آینه‌ها و عدسی‌ها کار بسیار مشکلی بود این کار نیز غیر عملی تشخیص داده شد و مردود ماند.
.شاید اولین تلاش در سیر تکاملی سیستم ارتباط نوری به وسیله الکساندر گراهام بل صورت گرفت که در سال ۱۸۸۰، درست ۴ سال پس از اختراع تلفن، اختراع تلفن نوری (فوتوفون) یا سیستمی که صدا را تا فواصل چندین صد متر منتقل می کرد، به ثبت رساند. تلفن نوری بر مبنای مدوله کردن نور خورشید بازتابیده با به ارتعاش در آوردن آینه ای کار می کرد. گیرنده یک فتوسل بود. در این روش نور در هوا منتشر می شد و بنابراین امکان انتقال اطلاعات تا بیش از ۲۰۰ متر میسر نبود. به همین دلیل، اگرچه دستگاه بل ظاهراً کار می کرد اما از موفقیت تجاری برخوردار نبود.
ایده استفاده از انکسار (شکست) برای هدایت نور (که اساس فیبرهای نوری امروزی است) برای اولین بار در سال ۱۸۴۰ توسط Daniel Colladon و Jacques Babinet در پاریس پیشنهاد شد. همچنین John Tyndall در سال ۱۸۷۰ در کتاب خود ویژگی بازتاب کلی را شرح داد: «وقتی نور از هوا وارد آب می شود به سمت خط عمود بر سطح خم می‌شود و وقتی از آب وارد هوا می شود از خط عمود دور می شود. اگر زاویه ی پرتو نور با خط عمود در تابش از داخل آب بزرگتر از ۴۸ درجه شود هیچ نوری از آب خارج نمی شود در واقع نور به طور کامل از سطح آب منعکس می شود. زاویه ای که انعکاس کلی آغاز می شود را زاویه بحرانی می نامیم»
کاکو و کوکهام انگلیسی برای اولین بار استفاده از شیشه را بعنوان محیط انتشار مطرح ساختند. آنان مبنای کار خود را بر آن گذاشتند که به سرعتی حدود ۱۰۰ مگابیت بر ثانیه و بیشتر بر روی محیط‌های انتشار شیشه دست یابند. این سرعت انتقال با تضعیف زیاد انرژی همراه بود. این دو محقق انگلیسی، کاهش انرژی را تا آنجا می‌پذیرفتند که کمتر از ۲۰ دسی بل نباشد. اگر چه آنان در رسیدن به هدف خود ناکام ماندند، اما شرکت آمریکائی (کورنینگ گلس) به این هدف دست یافت. در اوایل سال ۱۹۶۰ میلادی با اختراع اشعه لیزر ارتباطات فیبرنوری ممکن گردید. در سال ۱۹۶۶ میلادی، دانشمندان در این نظریه که نور در الیاف شیشه‌ای هدایت می‌شود پیشرفت کردند که حاصل آن از کابلهای معمولی بسیار سودمندتر بود. چرا که فیبرنوری بسیار سبکتر و ارزانتر از کابل مسی است و در عین حال ظرفیت انتقالی تا چندین هزار برابر کابل مسی دارد.
توسعه فناوری فیبرنوری از سال ۱۹۸۰ میلادی به بعد باعث شد که همواره مخابرات نوری بعنوان یک انتخاب مناسب مطرح باشد. تا سال ۱۹۸۵ میلادی در دنیا نزدیک به ۲ میلیون کیلومتر کابل نوری نصب شده و مورد بهره برداری قرار گرفته‌است.
فیبر نوری از پالس‌های نور برای انتقال داده‌ها از طریق تارهای سیلیکون بهره می‌گیرد. یک کابل فیبر نوری که کمتر از یک اینچ قطر دارد می‌تواند صدها هزار مکالمه ی صوتی را حمل کند. فیبرهای نوری تجاری ظرفیت ۲٫۵ گیگابایت در ثانیه تا ۱۰ گیگابایت در ثانیه را فراهم می‌سازند. فیبر نوری از چندین لایه ساخته می‌شود. درونی‌ترین لایه را هسته می‌نامند. هسته شامل یک تار کاملاً بازتاب کننده از شیشه خالص (معمولاً) است. هسته در بعضی از کابل‌ها از پلاستیک کا ملاً بازتابنده ساخته می‌شود، که هزینه ساخت را پایین می‌آورد. با این حال، یک هسته پلاستیکی معمولاً کیفیت شیشه را ندارد و بیشتر برای حمل داده‌ها در فواصل کوتاه به کار می‌رود. حول هسته بخش پوسته قرار دارد، که از شیشه یا پلاستیک ساخته می‌شود. هسته و پوسته به همراه هم یک رابط بازتابنده را تشکیل می‌دهند که با عث می‌شود که نور در هسته تا بیده شود تا از سطحی به طرف مرکز هسته باز تابیده شود که در آن دو ماده به هم می‌رسند. این عمل بازتاب نور به مرکز هسته را (بازتاب داخلی کلی) می‌نامند.
فیبر نوری قطر هسته و پوسته با هم حدود ۱۲۵ میکرون است (هر میکرون معادل یک میلیونیم متر است)، که در حدود اندازه یک تار موی انسان است. بسته به سازنده، حول پوسته چند لایه محافظ، شامل یک پوشش قرار می‌گیرد.
یک پوشش محافظ پلاستکی سخت لایه بیرونی را تشکیل می‌دهد. این لایه کل کابل را در خود نگه می‌دارد، که می‌تواند صدها فیبر نوری مختلف را در بر بگیرد. قطر یک کابل نمونه کمتر از یک اینچ است.
از لحاظ کلی دو نوع فیبر وجود دارد:
تک حالتی single-mode
چند حالتی multi-mode
فیبر تک حالتی یک سیگنال نوری را در هر زمان انتشار می‌دهد. (نظیر تلفن)
فیبر چند حالتی می‌تواند صدها حالت نور را به طور هم‌زمان انتقال بدهد . (نظیر شبکه‌های کامپیوتری)
فیبرهای تک حالته دارای یک هسته کوچک (تقریباً ۹ میکرون قطر) بوده و قادر به ارسال نور لیزری مادون قرمز (طول موج از ۱۳۰۰ تا ۱۵۵۰ نانو متر )می باشند.
فیبرهای چند حالته دارای هسته بزرگتر (تقریباً ۶۲.۵ میکرون قطر) و قادر به ارسال نور مادون قرمز از طریق LED می باشند.
فیبر چند مدی با ضریب شکست پله ای :
ضریب شکست هسته: ۴۸/۱ =n۱
ضریب شکست غلاف: ۴۵۶/۱ =n۲
قطر هسته: ۵۰ الی ۴۰۰ میکرون
قطر غلاف: ۱۲۵ الی ۵۰۰ میکرون
قطر روکش: ۲۵۰ الی ۱۰۰۰ میکرون
تضعیف: ۱db/km الی ۵۰db/km
پهنای باند: ۶MHZ.km الی ۲۵MHZ.km
روزنه عددی: ۰.۱۶الی ۰.۵
فیبر تک مدی با ضریب شکست پله ای :
ضریب شکست هسته: ۴۶۰/۱ = n۱
ضریب شکست غلاف: ۴۵۶/۱ = n۲
قطر هسته: ۳ الی ۱۲ میکرون
قطر غلاف: ۵۰ الی ۱۲۵ میکرون
قطر روکش محافظ: ۲۵۰ الی ۱۰۰۰ میکرون
تضعیف: ۲db/km الی ۵db/km
پهنای باند: ۵۰۰MHZ.km و تا حدود ۲۰۰GHZ.km
روزنه عددی: ۰۸/۰ الی ۱۵/۰ (معمولاً حدود ۱/۰)
فیبر چند مدی با ضریب شکست مرحله ای :
ضریب شکست هسته: ۴۸/۱ = n۱
ضریب شکست غلاف: ۴۶/۱ = n۲
قطر هسته: ۳۰ الی ۱۰۰ میکرون(در مخابرات ۵۰ میکرون)
قطر غلاف: ۱۰۰ الی ۱۵۰ میکرون (در مخابرات ۱۲۵ میکرون کاربرد دارد)
قطر روکش محافظ: ۲۵۰ الی ۱۰۰۰ میکرون
تضعیف: ۷db/km الی ۱۰db/km
پهنای باند: ۱۵۰MHZ.km الی ۲GHZ.km


روزنه عددی: ۲/۰ الی ۳/۰
دی ان ای و ساختار آن
ساختار دی‌ان‌ای
دی‌ان‌ای یک ساختار دو رشته ایی متشکل از ۴ نوکلئوتید است. این نوکلئوتیدها عبارتند از (A) آدنین، (G) گوانین، (C) سیتوسین و تیمین (T). ساختار شیمیایی دی‌ان‌ای به صورت پیوند مشخصی از دو دنباله خطی از این ۴ نوکلئوتید می‌باشد. که این اتصال‌ها فقط به صورت (A-T) , (T-A) , (C-G) , (G-C) وجود دارند.
کشف ساختار دی‌ان‌ای
در پایان سده نوزدهم یک بیوشیمی‌دان آلمانی بنام اسوالد اوری نشان داد که اسیدهای نوکلئیک دارای قند، اسید فسفریک و چند باز نیتروژن‌دار می‌باشند. اندکی بعد مشخص شد که قند موجود در اسیدهای نوکلئیک می‌تواند ریبوز یا دئوکسی ریبوز باشد. پس، اسیدهای نوکلئیک به دو دسته DNA DeoxyriboNucleic Acid)) که قند موجود در آنها دئوکسی ریبوز است و RNA RiboNucleic Acid)) که قند موجود در آنها ریبوز است تقسیم می‌شوند.
در سال ۱۹۴۸ لینوس پاولینگ کشف کرد که بسیاری از مولکول‌های پروتئینی به شکل یک مارپیچ هستند، و کم و بیش شکلی همانند فنر دارند. در سال ۱۹۵۰ نیز اروین شارگاف نشان داد که اگرچه آرایش بازهای موجود در ساختار DNA بسیار گوناگون است، ولی همواره نسبت باز آدنین و باز تیمین موجود در آن با هم برابر است و همین طور نسبت باز سیتوزین با باز گوانین. این دو یافته نقش مهمی را در آشکار شدن ساختار مولکول DNA داشتند. در دهه ۱۹۵۰ همچنان رقابت برای یافتن ساختار DNA ادامه داشت. در دانشگاه کمبریج فرانسیس کریک و جیمز واتسون برپایه کارهای پاولینگ کوشش داشتند تا با آرایه مدل‌های فیزیکی ساختارهای احتمالی ممکن برای DNA را محدود کنند تا سرانجام به ساختار درست دست یابند. گروه دیگری در برگیرنده موریس ویلکینز و رزالین فرانکلین نیز در کالج کینگ لندن همزمان سرگرم مطالعه DNA بوند. روش کار این گروه با گروه پیشین متفاوت بود. آنها کوشش داشتند تا با روش آزمایشگاهی به ویژه با بکارگیری تصاویر پراش اشعه X از مولکول DNA، ساختار آن را معین کنند. رزالین الیس فرانکلین دانشمند زن انگلیسی در بیست وپنجمین روز ژوئیه 1920 در ناتینگ هیل لندن متولد شد.رزالین در 15 سالگی و درحالی که اروپا از زنان و دختران جز خانه داری انتظار دیگری نداشت تصمیم می گیرد دانشمند شود اما با مخالفت پدر روبرو می شود با اینحال او در 18 سالگی وارد دانشگاه کمبریج لندن می شود و سه سال بعد در رشته شیمی از کالج نینونهام در کمبریج فارغ التحصیل میشود. وی برای تحقق بخشیدن به اهدافش وارد مرکز تحقیقات زغال لندن شد وبررسی های خود را برای اخذ مدرک دکترادر زمینه ریز ساختمان گرافیت وکربن ادامه داد. رزالین فرانکلین جوان 4سال بعد و در 25 سالگی موفق به اخذ مدرک دکترا در زمینه بیوفیزیک ملکولی از دانشگاه کمبریج گردید.وی پس از جنگ جهانی دوم به مدت سه سال به فرانسه رفت ودر یک آزمایشگاه دولتی شیمی در پاریس مشغول به کار شد در آنجا با تکنیک پراش اشعه ایکس آشنا شد و در سال1950 مجدداً به انگلستان و به کمبریج برگشت تا مقامی درآزمایشگاه فیزیک شیمی کینگزکالج که بخشی از دانشگاه کمبریج لندن است به دست آورد. در دانشگاه همزمان با موریس ویلکینز اما در دو گروه جداگانه اقدام به بررسی روی مولکول DNA نمود. وی بعد از آزمایشات سخت و طولانی سرانجام مجموعه‌ای از تصویر پراش پرتوی ایکس با کیفیت بالا، از بلور DNAتهیه کرد که البته هیچگاه به نام او به ثبت نرسید. 3 سال بعد به آزمایشگاه کالج بریک بک رفت و در آنجاشروع به مطالعه روی ویروس موزائیک تنباکو کرد . او ثابت کرد که RNAویروس یک مارپیچ یگانه است وی همچنین روی پولیو ویروسها کار دیگری را آغاز کرد به عنوان مثال پس از آن او به مطالعه ی بسیار خطرناک روی ویروس های زنده ی فلج اطفال پرداخت در همان زمان بود که دو محقق انگلیسی یعنی واتسون و کریک معروف با استفاده از عکس هایی که رزالین تهیه کرده بود مدل ساختار دورشته ای مولکول DNAرا بدون اینکه اسمی از رزالین ببرند ارائه دادند. رزالین الیس فرانکلین جوان پس از سالها تلاش در راه علم زیست شناسی به علت قرار گرفتن به طور مستقیم در معرض اشعهx و کریستالو گرافی مبتلا به سرطان شد و سرانجام در سال1958 در16 آوریل در چلسی بعد از دوسال دست و پنجه نرم کردن با سرطان و در38 سالگی درگذشت. 4سال بعد از مرگ فرانکلین واتسون و کریک و موریس ویلکینز جایزه نوبل فیزیولوژی و پزشکی را ازآن خود کردند.
در سال ۱۹۵۱، فرانکلین دریافت که DNA با نگرش به میزان نم هوای پیرامون، می‌تواند دو شکل متفاوت داشته باشد و بنابراین نتیجه گیری کرد که بخش فسفات مولکول در سمت بیرونی آن قرار دارد. اندکی بعد او با بکارگیری تصاویر اشعه X فهمید که DNA در حالت «نمناک» از همگی ویژگی‌های یک مارپیچ برخوردار است؛ این احتمال که حالت دیگر مولکول DNA نیز به شکل مارپیچی باشد به ذهن او خطور کرد، ولی نمی‌خواست تا زمانی که شواهد پایانی برای این حدس پیدا کند آن را اعلام نماید. در ژانویه ۱۹۵۳ ویلکینز که از به نتیجه رسیدن تحقیقات ناامید شده بود، نتایج تحقیقات فرانکلین را بدون اطلاع و خشنودی او، با واتسون در میان گذاشت. واتسون و کریک با بکارگیری این نتایج مدلی بسیار شگفت انگیز را برای ساختار DNA پیشنهاد نمودند. آنها مولکول را به گونه دو زنجیر مارپیچی در برگیرنده نوکلئوتیدها تصور کردند که یکی از آنها بالا می‌رفت و دیگری پایین می‌آمد. کریک که به تازگی یافته‌های شارگاف را هم مطالعه کرده بود کوشش کرد با بکارگیری آنها روش قرار گرفتن بازها را در مولکول DNA مشخص کند. او اظهار کرد که بازها در میانه این مارپیچ دوتایی دو به دو به هم متصل می‌شوند تا فاصله میان دو مارپیچ ثابت بماند. آنها ادعا کردند که هر یک از این دو مارپیچ مولکول DNA می‌تواند به نام قالبی برای ایجاد دیگری بهره گیری شود. در تقسیم سلولی این دو رشته از هم جدا می‌شوند و بر روی هر یک از آنها یک نمونه جدید همانند رشته مقابل پیشین ساخته می‌شود. با این روش بدون اینکه ساختار DNA عوض شود، یک DNA همانند آن فرآوری می‌شود. در اندک مواردی که در این روند خطایی پیش بیاید، گواه «جهش» خواهیم بود. مدل آنها چنان با اطلاعات برآمده از آزمایش‌ها مطابقت داشت که بی درنگ مورد قبول همه واقع شد. کشف ساختار DNA را می‌توان مهمترین یافته زیستی در صد سال گذشته دانست. در سال ۱۹۶۲ واتسون، کریک و ویلکینز موفق به دریافت پاداش نوبل شدند، ولی فرانکلین در گذشته بود.
فصل دوم
روش SPR(Surface Plasmon Resonance)
تشدید پلاسمونی سطح،جمع آوری نوسانات الکترونی در یک سطح جامد یا مایع بوسیله ی پرتو نور فرودی است.شرایط تشدید وقتی ایجاد می شود که فرکانس فوتون های نور با فرکانس طبیعی الکترون های نوسان کننده یکی باشد.الکترون هایی که علی رغم وجود نیروی بازگرداننده ی هسته های مثبت نوسان می کنند. SPRاندازه ای نانومتری دارد و به آن تشدید پلاسمونی نقطه ای سطح نیز گویند.این روش پایه ی بسیاری از ابزارهای اندازه گیری میزان absorption مواد در سطوح فلزی مانند طلا و نقره و یا سطوح نانو ذرات فلزی است.همچنین این روش اساس کار بسیاری از بیو سنسورها با پایه ی رنگی است.

ساختار پلاسمونی سطح شامل امواج الکترومغناطیسی هستند که به صورت موازی با سطح مقطع فلز- دی الکتریک یا فلز خلا منتشر می شوند.از آنجایی که این امواج مرز بین فلز و محیط خارجی (آب یا هوا)هستند این نوسانات به تغییرات این مرز بسیار حساس است. شرایطی مانند جذب مولکولها در سطح فلز و ...
برای توصیف وجود و مشخصات این ساختارها می توان از روش های گوناگونی مانند مدل نظریه ی کوانتومی،مدل دروده و... استفاده کرد.ساده ترین راه برای دست یابی به مسئله این است که رفتار هر ماده را به صورت همگن و پیوسته و با احتساب گذردهی نسبی مستقل از فرکانس بین سطح ماده و سطح خارجی بررسی کنیم.این پارامتر همان ثابت دی الکتریک سطح است زیرا این پارامتر نمایانگر توصیف وجود پلاسمون های الکترونی سطح است.
قسمت حقیقی ثابت دی الکتریک برای فلز باید منفی باشد و مقدار آن نیز از آنچه برای یک عایق در نظر گرفته می شود بزرگتر است.
مثلا این شرایط در سطح جدایی فلز و هوا و یا آب در محدوده ی امواج مادون قرمز قرار دارد.(که در آن بخش حقیقی ثابت دی الکتریک فلز منفی بوده و ثابت دی الکتریک آب و هوا مثبت است.)LSPR یا همان SPRنقطه ای نیز جمع شدن بار الکترونهای نوسان کننده روی نانوذرات فلزی است که بوسیله ی نور بر انگیخته شده اند.این میدان کاملا روی سطح نانو ذره متمرکز شده و به دلیل پراکندگی بلند برد ذرات به سرعت از سطح مقطع نانوذره –عایق به سمت زیر لایه ی عایق پراکنده می شود.شدت نور یکی از مهمترین پارامترها در این روش است.متمرکز بوده یعنی اینکه LSPR دقت و کیفیت بسیار بالایی دارد که فقط اندازه ی نانو ذره روی آن اثر می گذارد.
به دلیل امکان اندازه گیری دامنه ی میدان اثراتی که مربوط به تغییر دامنه هستند مانند اثرات اپتیکی- مغناطیسی به روش LSPR و SPRبررسی می شوند.
روش تشدید کرشمان(kretchmann configuration) برای بر انگیختن پلاسمون های سطحی به کار می رود که در آن از یک پرتو الکترونی یا نوری (طیف مریی یا مادون قرمز)استفاده می شود.تکانه ی پرتو ورودی طوری انتخاب می شود که از تکانه ی پلاسمون ها بیشتر باشد و این در حالتی است که از نور پلاریزه ی p استفاده شود.(پلاریزاسیون موازی با سطح صفحه ی فرودی).
ممکن است با عبور نور از داخل تیغه ی شیشه ای طول موج یا تکانه افزایش پیدا کند وپدیده ی تشدید در طول موج در زاویه ی خاصی اتفاق بیفتد.نور پلاریزه ی s (پلاریزاسیون عمودی بر سطح صفحه ی فرودی)نمی تواند پلاسمون های الکترونی سطح را بر انگیخته کند.پلاسمون های الکتریکی و مغناطیسی سطح با روابط زیر توصیف می شوند:
K(ω)=ω/c(ε1μ1ε2μ2/ ε1μ1 + ε2μ2)1/2
که در آن ε ثابت دی الکتریک و μ. ثابت گذر دهی مغناطیسی فلز،بلور شیشه ای و سطح لایه ی نازک فلزی هستند.
موادی که وجود پلاسمون های سطحی را تضمین می کنند عبارتند از نقره و طلا اما فلزاتی مانند مس ، تیتانیوم و کروم نیز مورد استفاده قرار می گیرند.
وقتی از نور برای بر انگیخته کردن امواج SP استفاده می شود معمولا دو حالت اتفاق می افتد.در ساختار OHO روشنایی نور سطح دیواره ی بلوک را روشن می کند و معمولا بازتابش داخلی اتفاق می افتد. یک لایه ی نازک فلزی از جنس طلا نیز تا حد امکان نزدیک دیواره ی بلوک قرار می گیرد به طوری که امواج بازتابشی با امواج پلاسمای سطح بر هم کنش کنند و به این ترتیب پلاسمون ها بر انگیخته شوند.در ساختار کریشمان فیلم فلزی روی سطح دیواره ی بلوک لایه نشانی شده است. نور دوباره سطح بلوک را روشن می کند و امواج بازتابشی در فیلم فلزی نفوذ می کنند.به این ترتیب پلاسمون ها در سطح دیگر لایه ی نازک فلزی بر انگیخته می شوند. این روشی است که در اکثر کاربرد ها مورد استفاده قرار می گیرد.
تابش SPR
وقتی امواج پلاسمونی سطح با یک ذره یا نقص ساختاری برخورد می کنند(چیزی شبیه زبری های سطحی)مقداری از انرژی آنها دوباره به صورت نور تابش می شود.این نور تابشی را می توان در پشت لایه ی نازک فلزی و در جهات مختلف مشاهده کرد.
کاربرد ها
پلاسمون های سطحی برای محاسبه ی درجه ی حساسیت سطوح در چندین اندازه گیری اسپکتروسکوپی شامل اثر فلورسانس،پراکندگی رامان و تولید هارمونیک های دوم مورد استفاده قرار می گیرد.به هر حال در ساده ترین کاربرد از اندازه گیری بازتابش SPR می توان برای مشاهده ی جذب مولکولی موادی مانند پلیمر ها،DNAیاپروتئین های متصل به آن استفاده کرد.
از لحاظ عملی معمول است که زاویه ی کمترین بازتابش (بیشترین جذب)را اندازه گیری کنند.این زاویه در طی اندازه گیری جذب یک لایه ی ضخیم(در حد نانو متر)از مرتبه ی 1/0 درجه تغییر می کند.در بعضی روش ها نیز تغییر در طول موج جذب بررسی می شود.مکانیسم آشکار سازی اینگونه است که مولکولهای جذب شده باعث ایجاد تغییرات موضعی در ضریب بازتابش سطح شده و تغییر در شرایط تشدید در امواج پلاسمونی سطح را بوجود می آورند.
اگر سطح از چند نوع بیو پلیمر تشکیل شده باشد با استفاده از سنسورهای تصویر برداری و ادوات اپتیکی کافی این روش را می توان به تصویر برداری تشدید پلاسمونی SPRIبسط داد.این روش تصاویری با وضوح بالا را بر اساس جذب مولکول ها بدست می دهند که مشابه میکروسکوپ های زاویه ی بروستر است.
برای نانو ذرات نوسانات پلاسمونی نقطه ای سطح می تواند تا ایجاد پرتو های نوری شدید رشد کند.نانو ذرات و نانو سیم ها توانایی جذب زیادی در محدوده ی بین نور مریی و فرابنفش از خود نشان می دهند. که در فلزات حجمی وجود ندارد.این جذب دور از انتظار با افزایش جذب نور افزایش می یابد.درست همان پدیده ای که در سلول های فوتو ولتایی اتفاق می افتد.انرژی(رنگ)این جذب وقتی پلاریزاسیون نور عمودی یا موازی با سطح نانو سیم باشد متفاوت است.جابجایی در این تشدید ناشی از تغییرات موضعی در ضریب پراش و جذب نانو ذرات می تواند برای تشخیص بیو پلیمرهایی مانند DNAو پروتئین های متصل به آنها مورد استفاده قرار گیرد.
مهمترین اصل اپتیکی مورد استفاده برای مدل سازی این سیستم اصل فرنل است که در آن لایه های ضخیم به صورت نا محدود در نظر گرفته می شود.همچنین لایه های دی الکتریک به صورت پیوسته فرض میشوند.این توصیف ممکن است شامل ضریب پراش چندگانه و ضخامت های مختلف باشد.به هر حال معمولا فقط یک حل در محدوده ی داده های منطقی وجود خواهد داشت.
پلاسمون های ذرات فلزی معمولا بال استفاده از نطریه ی پراکندگی MIEمدل سازی می شوند.در بسیاری از حالت ها مدلی که تمام جزییات را در نظر بگیرد وجود ندارد . سنسورهای مورد استفاده برای کاربرد های خاص کالیبره شده و با استفاده از منحنی کالیبراسیون دقت آنها تعیین می شود.
بیو سنسورهای فیبر نوری
سنسورها طوری توسعه پیدا می کنند تا پاسخ گوی نیاز تحلیل همزمان با اندازه گیری باشند.کار در عمل بسیار ساده است.رابطه ی مستقیمی بین زمان و مقدار اندازه گیری سنسور و تحلیل داده ها برقرار می شود.سنسورهای بیو شیمیایی که بر پایه ی فیبر نوری عمل می کنند نمونه ای از این سنسورها هستند.همانطور که از اسم آنها مشخص است این سنسورها وسایلی برای انتقال اطلاعات شیمیایی از یک نمونه ی در حال اندازه گیری به واحد پردازش و تحلیل و ایجاد یک سیگنال مفید هستند.تمامی این قسمت ها در ارتباط با هم و کاملا فشرده و در ارتباط مستقیم با نمونه ی اندازه گیری شده هستند.بیو سنسورهای فیبر نوری از یک فیبر نوری برای ایجاد و انتقال اطلاعات استفاده می کنند.
این سنسورها بر اساس نوع مولفه ی مورد استفاده برای اندازه گیری طبقه بندی می شوند.و بر همین اساس به 5 دسته قابل تقسیم هستند:
1-بیو سنسورهای فیبر نوری آنزیمی:
که ازیک آنزیم خالص و یا مخلوطی از چند جزبیولوژیکی مانند سلول و یا visideاستفاده می کنند.آنزیم ها واکنش ها را به طور ویژه ای کاتالیز می کنند. و محصولات واکنش ها را به طور مستقیم و یا با انجام واکنش با معرف ها تعیین و آشکارسازی می کنند.
2- بیو سنسورهای فیبر نوریimmunoassay:
این بیو سنسورها از پیوند بین آنتی بادی ها و آنتی ژن ها استفاده می کنند.این پیوند به طور غیر مستقیم و با استفاده از نشانه های نوری فلوروسنس و یا به طور مستقیم اندازه گیری و تغییرات ضریب پراش را تعیین می کنند.
3- بیو سنسورهای فیبر نوری اسید های نوکلئیک:
که از تمایل تبدیل SSDNA(single-standed DNA) به DSDNA(double- standed DNA)استفاده می کنند. این سنسورها معمولا از نشانه گذاری یک عضو SSDNA توسط شناساگرهای نوری استفاده کرده و به همین دلیل به سنسورهای DNAیا genosensorsنیز معروف شده اند.
4- بیوسنسورهای فیبرنوری تمام سلولی:
این سنسورها اثرات تاثیر یک analyte را روی ریز ساختارها بررسی می کنند.آشکارسازی اپتیکی بوسیله ی یک معرف یا خواص اپتیکی خود سلول ها انجام می شود.باکتری های بیو لومینسانس (bioluminescent) که به روش مهندسی ژنتیک ساخته شده است نیز مورد استفاده قرار می گیرد.
5- بیو سنسورهای فیبر نوری biomimetic:
که از مواد غیر بیولوژیکی برای انجام انتخاب های بیولوژیکی استفاده می کنند.
تمام انواع این سنسورها تقریبا شرایط فیزیکی کارکرد مشابهی دارند. یعنی از لحاظ ساختار عملی و ابزار مورد استفاده می توان یک مدل کلی برای آنها در نظر گرفت مثلا شرایط ساخت و اساس کار آنها مشابه است.
در طی دهه‌ی گذشته، با پیشرفت فناوری ساخت فیبر نوری و ساخت نانوفیبرها، در پژوهش‌های پزشکی و بیولوژیکی نیز تحولات عظیمی صورت گرفته و فناوری ساخت حسگرهای زیستی و دانش تولید نانومتریِ این ابزارها روزبه‌روز گسترش یافته است. این حسگرها به لحاظ استفاده از نانو فیبر نوری در ساختارشان "نانو حسگرهای نوری" نامیده شده‌ و به دو دسته ی شیمیایی و بیولوژیکی تقسیم می‌شوند. بسته به اینکه بخواهیم این حسگر را برای تجزیه‌ی گونه‌ی داخل سلول، مایع بیولوژیک بین سلولی یا داخل خون به کار ببریم، ابعاد نوک حسگر، زاویه‌ی مخروطی شدن نوک آن و میزان نرمی پوشش روی فیبر متفاوت خواهد بود.برای نمونه، در (شکل زیر)نحوه تهیه‌ی نوک حسگر از روش کشش فیبرهای نوری آورده شده است.

الف ـ شیوه کشیدن فیبر برای ساخت نانوفیبرها از نمای بالا. ب ـ نمای جانبی از یک فیبر کشیده‌شده
در این دستگاه از لیزر دی‌اکسیدکربن برای گرم‌کردن فیبر و از وسیله‌ای برای کشش فیبر در جهت محور اصلی آن استفاده می‌شود. محققان موفق شده‌اند با تغییر دما و میزان نیروی کششیِ اعمال‌شده به فیبر، نوک‌هایی برای حسگرهای زیستی بسازند که قطرشان بین 20 تا 500 نانومتر است. این تکنیک سرعتی بالا (حدود 3 ثانیه) و روند تولید نسبتاً ساده‌ای دارد. در تصویر زیر یک نانوفیبر تولیدشده به شیوه‌ی کشش لیزری در سمت راست و عبور آن از غشای سلولی در سمت چپ نشان داده شده‌‌است.

نانوفیبر تولیدشده به شیوه‌ی کشش لیزری(سمت راست) و عبور نوک حسگر از غشای سلولی (سمت چپ)
حسگرهای فیبر نوری متراکم، سبک، مقرون به صرفه و مقاوم در برابر خوردگی، پرتوهای تشعشعی، حرارت بالا و تداخل‌های الکترومغناطیسی می‌باشند. داشتن این ویژگی‌ها باعث شده است تا فیبرهای نوری، در حوزه انتقال چندتایی به منظور تبادل داده‌های سنسورها کارایی زیادی داشته باشد. همچنین در بافت‌های زنده، دریافت علائم حیاتی درون‌سلولی جهت شناسایی هدف‌های بیوشیمیایی همچون تترول بنزوپیرین، سیتوکروم C، دنباله‌های DNA و ترکیباتی نظیر اینها، به مرحله‌ی کاربردی شدن سوق پیدا کرده‌اند.
در فصل بعد مدل ساده شده ای برای این مکانیسم ها معرفی کرده و سعی می کنیم معادلات حاکم بر آنها را معرفی کنیم. در ادامه شرایطی برای شبیه سازی آنها بیان می کنیم. این شرایط عموما مربوط به ساختار اپتیکی مسئله و شرایط بهینه سازی آن خواهد بود.

—d1522

2-3-2-2)ابستاتین28
2-3-2-3)لپتین29
نوروپتیید w30
گیرنده های NPW31
توزیع مرکزی NPW32
2-4-3) توزیع محیطی NPW33
توزیع NPBWR1-2 34
تنظیم تغذیه ومتابولیسم انرژی بوسیله NPW35
عملکرد اندوکرین NPW37
کورتیزول38
کورتیزول و فعالیت بدنی39
متابولیسم انرژی در فعالیت ورزشی41
فعالیت ورزشی فزاینده و شدید41
فعالیت ورزشی دراز مدت41
تاثیرات اسمولاریته بروی هورمون ها42
ارتباط کورتیزول با واسطه های متابولیکی43
ارتباط هورمون کورتیزول با اسید لاکتیک44
ارتباط هورمون کورتیزول با کراتینین44
کورتیزول و چاقی45
2-5-5-1) لینک پتانسیل بین کورتیزول و اشتها46
اثرات مضر چاقی ناشی ازکورتیزول46
تیروکسین47
تاثیر تیروکسین بر متابولیسم: 47
بی حرکت حاد و مزمن بر روی هورمون تیروئیدی48
هورمون های تیروئیدی و لپتین50
هورمون های تیروئیدی وگیاهان داروی51
2-7)جمع بندی 52
فصل سوم- روش شناسی پژوهش
3-1) روش پژوهش 54
3-2) طرح پژوهش54
3-3) جمع آوری وشیوه عصاره گیری ولیک (سرخ وسیاه) 55
3-3-1) جمع آوری میوه ولیک (سرخ وسیاه) 55
3-3-2) عصاره گیری آبی میوه ولیک (سرخ وسیاه) 55
3-3-3) مقدار دوز عصاره مصرفی موش ها55
3-4) جامعه و نمونه آماری و روش نمونه گیری56
3-5) محیط پژوهش56
3-6) تغذیه آزمودنی ها57
3-7) دوره و زمان بندی تمرینی57
3-8) وسایل و ابزار استفاده شده در پژوهش59
3-9) متغیرهای پژوهش60
3-9-1) متغیر مستقل60
3-9-2) متغیرهای وابسته60
3-10) روش اندازه گیری متغیرهای پژوهش60
3-10-1) روش اندازه گیری متغییر های وابسته61
3-10-1-1) روش اندازه گیری NPW 61
3-10-1-2) روش اندازه گیری هورمون کورتیزول 61
3-10-1-3) روش اندازه گیری هورمون T461
3-11) روش اندازه گیری ترکیبات سرخ ولیک , سیاه ولیک با استفاده از GC-MS : 62
3-12) روش ها آماری62
فصل چهارم- تجزیه وتحلیل
4-1) مقدمه65
4-2) توصیف داده ها65
4-2-1) مشخصات آزمودنی های حیوانی65
4-2-2) یافتههای مربوط به متغیرهای مورد مطالعه66
4-3) تجزیه و تحلیل استنباطی یافتههای پژوهش66
4-3-1) یافته های مربوط به نوروپپتید W پلاسمایی68
4-3-2) یافته های مربوط به نوروپپتید w کبدی72
4-3-3) یافته های مربوط به کورتیزول پلاسمایی76
4-3-4) یافته های مربوط به هورمون تیروئید T481
فصل پنجم- بحث ونتیجه گیری
5-1) مقدمه88
5-2) خلاصهی پژوهش88
5-3) بحث و بررسی(نوروپپتید w پلاسمایی و کبدی ، هورمون کورتیزول و T489
5-4) نتیجهگیری93
5-5) پیشنهادات برای پژوهشهای بیشتر94
منابع..................................................................................................................................................................................................95
چکیده انگلیسی112
فهرست شکل
عنوان صفحه
شکل 2- 1) تنظیمات جبرانی دریافت و مصرف کالری 15
شکل 2 – 2) طراحی شماتیک ساده از مناطق هیپوتالاموس 17
شکل 2 – 3) گردش هورمون های موثر بر تعادل انرژی از طریق هسته کمانی 20
شکل 2-4 ) تنظیم مصرف غذا 23
شکل 2-5) فعال سازی سلول های عصبی NPY / AGRP 25
شکل 2-6) گرلین قبل و بعد از دریافت غذا28
شکل 2- 7 ) لپتین 30
شکل 2- 8) فرق نوروپتیید 23- w و نوروپتیید 30- w ( انسان ، خوک ، رت ، موش)32
شکل 2- 9 ) تصویر شماتیک بر اساس یافته های مطالعات مورفولوژیکی و فیزیولوژیکی تنظیم اشتها در هیپوتالاموس توسط سلول های عصبی NPW و پپتید مرتبط با تغذیه در هیپوتالاموس36
شکل 3-1) مراحل اجرای طرح تحقیق در موش های صحرایی نر58
فهرست جدول ها
عنوان صفحه
جدول 2-1) مولکول های سیگنالی کاندید در هموستاز انرژی در CNS 22
جدول 3-1) حجم نمونه و مشخصات آزمودنی های هر گروه56
جدول 3- 2) پروتکل تمرین 8 هفته ای59
جدول 3- 3) مقادیر متغیر های مربوطه برای استخراج الکلی روغن سرخ ولیک63
جدول 4-1)، میانگین و انحراف استاندارد وزن موش های مورد پژوهش65
جدول 4-2) شاخص های توصیفی متغیرهای اصلی پژوهش66
جدول (4-3)، نتایج آزمون لون جهت بررسی هم واریانسی گروه های تحقیق67


جدول4-4) آزمون تحلیل واریانس یک طرفه برای مقایسه نوروپپتید W پلاسمایی68
جدول4-5) آزمون تحلیل واریانس یک طرفه برای مقایسه نوروپپتید W کبدی72
جدول4-6) آزمون تحلیل واریانس یک طرفه برای مقایسه کورتیزول پلاسمایی 76
جدول 4-7) نتایج آزمون توکی برای بررسی تفاوت بین گروه ها در کورتیزول پلاسمایی 77
جدول4-8)، آزمون تحلیل واریانس یک طرفه برای مقایسه هورمون تیروئید T4 81
جدول( 4-9) نتایج آزمون توکی برای بررسی تفاوت بین گروه ها در هورمون تیروئید T482
فهرست نمودار ها
عنوان صفحه
نمودار (4-1)، مقایسه سطوح نوروپپتید w پلاسمایی گروه های تحقیق71
نمودار (4-2)، مقایسه سطوح نوروپپتید w کبدی گروه های تحقیق75
نمودار (4-3)، مقایسه سطوح کورتیزول پلاسمایی گروه های تحقیق80
نمودار (4-4)، مقایسه سطوح هورمون تیروئید T4 گروه های تحقیق85
فصل اول:
طرح پژوهش

1-1: مقدمه
تغییر سبک زندگی و عدم توجه به برنامه های غذایی، جوامع امروزه را به سمت افزایش وزن، چاقی و عدم مدیریت اشتهای کاذب و به همراه آن به سوی بی تحرکی سوق داده است. چاقی و افزایش بیش از حد بافت چربی یکی از مشکلات سلامت در کشورهای مختلف جهان است که به دنبال تغییر شرایط زندگی و کاهش فعالیت فیزیکی و در نتیجه عدم تعادل انرژی دریافتی و مصرفی رخ می دهد. در سالهای اخیر، چاقی شیوع رو به افزایشی داشته است ]2،1[. چاقی، به عنوان بحران سلامت عمومی شناخته می شود ]3[.
شیوع چاقی و پیشرفت سریع آن موجب شده که پژوهش ها به سمت تنظیم و تعادل وزن بدن پیش رود. در اصل، چاقی و اضافه وزن نتیجه عدم تعادل انرژی است که به موجب آن انرژی دریافت شده بیشتر از انرژی مصرف شده است. یکی از عوامل تاثیرگذار بر چاقی میزان دریافت غذاست. دریافت غذا رفتار پیچیده ای است که سطوح مختلف کنترلی و تنظیمی را در بر می گیرد ]4[. افزایش وزن و یا چاقی که خود مقدمه بسیاری از بیماری های انسانی و مرگ و میر شده است. امروزه در حوزه بهداشت، سلامت و شیوع شناسی و به تازگی در حوزه فیزیولوژی ورزش با عنایت بر تاثیر فعالیت بدنی و ورزشی در اشکال مختلف در مدیریت وزن و تنظیم و تعادل انرژی، توجهات در جهت ساز و کارهای اصلی درگیر جلب شده است. اگر چه هنوز معادله انرژی، هزینه کرد و انرژی دریافتی جزء پایه ای پژوهش های حوزه سلامت تلقی می شود. اما تغییرات در نوع منبع بکارگیری جهت تامین انرژی های سلولی در بدن که بخش قابل ملاحظه ای از آن توسط هیپوتالاموس و بخش دیگری که از اهمیت نیز برخوردار است، توسط عوامل محیطی کنترل می شود. در دهه های گذشته تا قبل از کشف و معرفی تعدادی از پروتئین ها و پپتیدهای موثر در تنظیم انرژی، عقیده بر این بوده است که دستگاه عصبی مرکزی، به ویژه هیپوتالاموس تنها اندام درگیر در تنظیم تعادل انرژی و سوخت و ساز است. اکنون دیگر مطلق بودن حاکمیت هیپوتالاموس در کنترل تعادل و تنظیم انرژی جای خود را به همگرایی مرکز و محیط داده است، به همین خاطر پژوهشگران پپتیدهای مرتبط با کنترل و تنظیم انرژی و اشتها، دریچه ای نو را به سوی این دنیای عظیم موثر بر روند زندگی سالم باز کرده اند]7،6،5[.
با این وجود، به نظر می رسد که هنوز هیپوتالاموس محوریت لازم را در کنترل تعادل انرژی، سوخت ساز قند و اشتها داشته باشد. شاید به این خاطر باشد که تعداد زیادی از نورپپتیدهای مترشحه (AGRP،NPY،CART،POMC ، اورکسین، MCH ، گالانین ، پپتید شبه گلوکاکن، عامل رهایی کورتیکوتروپین) از این اندام در مقایسه با اندامهای محیطی دیگر مشارکت بیشتری را در این امر دارند ]8[. نوروپپتید w یکی از این نوروپپیدهاست که نقش مهمی در متابولیسم تغذیه و انرژی دارد ]9[.
1-2: بیان مسئله:
تمرین و فعالیت بدنی به عنوان یکی از عوامل موثر در تحلیل منابع انرژی سلولی از جمله گلوکز و گلیکوژن است، که می تواند تغییراتی در پپتیدهای و هورمون های موثر بر تنظیم و تعادل انرژی بوجود آورد. همچنین اظهار شده است که بازسازی و ریکاوری آنی ذخایر انرژی از جمله گلوکز و گلیکوژن نیز می توانند بر غلظت این پپتیدها اثرگذار باشند. در صورت عدم بازسازی مناسب و به موقع با مشکلاتی چون تغییر در غلظت پپتیدهای موثر بر تنظیم انرژی مواجه خواهیم شد. عدم تعادل بین پپتیدهای مهارگر و تحریک کننده دریافت غذا مانند لپتین، AGRP,NPY,CART,POMC, و گرلین به عنوان عوامل دخیل در روند سازوکاری می تواند به افزایش درصد چربی بدن، چاقی و غلبه روند اشتهاآوری بر ضد اشتهایی شود. اتخاذ راه کاری صحیح و آنی برای مقابله با این عدم تعادل می تواند از اختلالات سوخت و سازی تعادل و تنظیم انرژی (افزایش وزن یا کاهش غیرمنطقی، اتلاف انرژی) جلوگیری نماید. هرچند نوروپپتیدw در انسان اخیرا کشف شده است]10[ اما از زمان کشف نروپپتایدها، دانش ما از تنظیم وزن، اشتها و تعادل انرژی به نحو چشمگیری افزایش یافت. بسیاری از متخصصان حوزه سلامت، بهداشت و به خصوص تنظیم وزن، امیدوارند که با شناسایی جنبه های مهم و ناشناخته این نروپپتایدها و عوامل موثر بر آنها به روش های درمانی کارآمد و کشف داروهای جدیدی را برای امراضی چون چاقی دست یابند .امروزه تقریبا تاثیر نوروپپتیدها بروی هورمون ها ثابت شده است. از طرفی تغییر در هورمون ها نیز باعث تغییر در وزن بدن می شود.گزارش های رسیده نیز نشان می دهد که NPW نه تنها در تنظیم انرژی بلکه در هموستاز هورمونی نیز نقش دارد، ]11[
هورمون ها نقش مهمی در تنظیم اشتها، متابولیسم بدن و تنظیم سطح انرژی دارند]12[. فعالیت و تمرینات ورزشی روی سطوح خونی هورمون ها تاثیر می گذارند و به کاهش یا افزایش سطح برخی از هورمون ها نسبت به حالت استراحت منجر می شوند. در واقع این نوسانات هورمونی را می توان واکنش بدن در برابر فشارهای تمرینی قلمداد کرد، تا حالت هموستاز بدن برقرار شود ]13،14[. عدم تعادل در سطح هورمون ها در گیر در اشتها ( انسولین ، گلوکاگون ، کورتیزول و هورمون‌های غده تیروئید) می تواند به افزایش وزن منجر شود.
هورمون کوتیزول که یک گلوکوکورتیکوئید است ، و از بخش قشری غدد فوق کلیوی ترشح می شود، نقش بسزایی در برقراری این هموستاز دارد ]15[ . کورتیزول به طور مستقیم بر ذخیره چربی و افزایش وزن در افراد تاثیر دارد . یکی از اثرات مهم کورتیزول، نقش آن روی سوخت و ساز کربوهیدرات ها، پروتئین ها و چربی ها است.این هورمون فرآیند گلوکونئوژنز را از اسیدهای آمینه تسهیل، لیپوژنز کبد را کاهش و چربی های موجود در بافت چربی را به حرکت در می آورد . کورتیزول سوبسترای لازم را برای عمل گلوکرنئوژنز (اسیدهای آمینه) و سوخت های جایگزین را برای متابولیسم انرژی عضله اسکلتی (اسیدهای چرب) تامین کند]16،17،18،19[
هورمون تیرکسین یکی از هورمون های مهم متابولیسمی بدن است ]20[. که توسط غده ی تیرویید که تحت تاثیر محور هیپوتالاموس- هیپوفیز- تیرویید ( H-P-T) است ،تنظیم می شود ]21[ . در بررسی های متعدد ، اثر بسیاری از عوامل مانند دمای محیط ، استرس ، هورمون های دیگر ، ترکیبات شیمیایی ، نوسانات شبانه روزی ،... بر محور نامبرده به اثبات رسیده است. هورمون تیرویید ارتباط ویژه ای با رشد ، اشتها ، متابولیسم ، تنظیم اسمزی و تولید مثل دارد ]22[ افزایش میزان سوخت و ساز پایه، اثر اصلی هورمون های تیروئید است. عمل عمده ی این هورمون ها افزایش سوخت و ساز قندها و چربیها است]23[.
از طرفی استفاده از مواد مغذی ، به ویژه مواد قندی،اسیدهای چرب، نوشیدنی های ورزشی حاوی اسیدهای آمینه ، مواد معدنی و ویتامین ها ، آنتی اکسیدنها پس از تمرین و فعالیت بدنی، برای بازسازی سریع و افزون سازی منابع انرژی (گلیکوژن و ATP ) و کنترل وزن و اشتها توسط متخصصین و مربیان آگاه توصیه شده و می شود. در این راستا، استفاده از مکمل های غذایی طبیعی و صناعی بر عملکرد ورزشی، توازن بین اکساینده ها و ضد اکسایش کننده های بدن، توسط ورزشکاران ، مربیان ، متخصصین و پژوهشگران توصیه و بررسی شده است. علاوه بر موارد فوق، تاثیر برخی از گیاهان خوراکی و دارویی از قبیل: شنبلیله ]24[ ، برگ ریحان ]25[، توت هندی ]26[، لئوکاس سفالوتز (نوعی علف هرز خوراکی در هند) ]27[، بر روند بازسازی منابع انرژی به ویژه گلیکوژن در نمونه های حیوانی مطالعه شده است. با این وجود در هیچ یک از پژوهش های انجام شده به تاثیر این گیاهان دارویی و غذایی بر پپتیدهای درگیر در تنظیم تعادل انرژی، سوخت وساز قند، اشتها و وزن، با و یا بدون فعالیت بدنی و تمرین مورد توجه قرار نگرفته است. همچنین ، ولیک به عنوان یک گیاه دارویی منحصر به فرد از حیث ترکیبات و خواص به طور جدی در حوزه ی فیزیولوژی ورزش مورد توجه قرار نگرفته است.
ولیک یکی از قدیمی ترین گیاهان دارویی در طب اروپایی می باشد و برای اولین با توسط دیوسکورید در قرن 1 شرح داده شد]28[. عصاره ولیک از گل، برگ و میوه این گیاه مشتق می شود. مطالعه بالینی کمی به بررسی میوه ولیک به تنهایی پرداخته است ]29[. برگ، گل و میوه ولیک دارای مقادیر زیادی پروسیانیدین الیگومریک ، فلاونوئیدها می باشد، که مسئول اثر دارویی آن است]30[.
گیاه ولیک سرخ با اسامی مختلفی از قبیل هاثرن و از خانواده روزاسه به صورت سنتی به عنوان تونیک قلبی استفاده می شود. ترکیبات مختلفی در ولیک سرخ وجود دارد که شامل: ساپونین های تری ترپن، فلاونوئیدها، کاتیشن، اپی کاتشین می باشد ]31[.
گزارش شده است سرخ ولیک یک گیاه دارویی با ارزش از تیره گل سرخ است که امروزه در درمان ضایعات قلبی و گردش خون و به ویژه به عنوان ضد عفونت ها و آنتی اکسیدان، تب بر قابل استفاده می شو د؛ و اهمیت دارویی آن به دلیل وجود ترکیبات فنلی است که در این رده فلاونوئیدها نقش دارویی مهمی دارند]32[.همچنین مصرف آنتی اکسیدانهای غذایی می تواند از شیوع بیماری های متابولیک کم کند]33[.فلاونوئیدها بخاطر آنتی اکسیدان بودن در تنظیم تغذیه دخیل است و باعث تنظیم چربی خون ،تنظیم متابولیسم گلوکز و کربوهیدارت می شود ]34[ .
بنابراین ، این پژوهش قصد دارد تا تأثیر همزمانی تمرین با شدت بالا را به همراه دو نوع ولیک ( کراتاگوس ) سرخ و سیاه بر شاخص های مربوط به اشتها را در نمونه حیوانی ( مریوط به موش های نر) مورد ارزیابی قرار دهد. آیا تمرین شدید بر سطوح نوروپپتید W ، T4 ، کورتیزول پلاسمایی و بر سطوح نوروپپتید W کبدی درموش های صحرایی نر اثر دارد؟ آیا مکمل سازی آبی ولیک بر سطوح نوروپپتید W ، T4 ، کورتیزول پلاسمایی و بر سطوح نوروپپتید W کبدی درموش های صحرایی نر اثر دارد؟.
1-3: ضرورت و اهمیت تحقیق:
از آنجایی که بررسی و نمونه برداری بافت های انسانی از دشواری های زیادی برخوردار است و پژوهش های انجام شده بر روی مدل های حیوانی که شباهت های عملکردی با انسان دارند، می تواند تا حدودی بیانگر رخدادهای عملکردی در انسان باشند، از این رو در مطالعه حاضر انجام پژوهش روی پلاسما و بافت موش های صحرائی نر صورت پذیرفته است.
همان طور که گفته شد چاقی و اضافه وزن از یک سو و کمبود وزن و بی اشتهایی از سوی دیگر دو انتهای طیفی می باشند که همواره سلامتی جامعه را تهدید کرده و به عنوان یکی از معضلات جوامع امروزی باشند. شیوع گسترش چاقی و بیماری های مرتبط با آن در سطح جهان، شاهدی بر این مدعاست که پیشرفت های علمی در زمینه شناخت عوامل و مکانیسم های تنظیم وزن و به خصوص پیشگیری ، مبارزه و درمان چاقی توفیق چندانی نداشته است]4[. متاسفانه درکشور ما نیز، چاقی شیوع گسترده ای دارد. بر اساس پژوهش های صورت گرفته در ایران، بررسی ۸۹۹۸ فرد سنین 81 – 35 ساله (2005- 2002) نشان داد که 2/62٪ افراد دارای اضافه وزن و 28٪ ان ها چاق بوده اند ]35[. این در حالی است که چاقی با ابتلا به بیماری های بسیاری همراه است ]36[.دلایل ابتلا به چاقی متعدد می باشند، اما از نظر فیزیولوژی، چاقی ناشی از عدم تعادل انرژی است و درمان اولیه ی آن شامل کاهش دریافت غذا یا افزایش مصرف انرژی و یا هر دوی این موارد می باشد ]36،35[.
بنابراین از جنبه سلامت و بهداشت عمومی، شناخت عوامل و مکانیسم های موثر بر تعادل انرژی و تنظیم وزن می تواند به ارتقاء سطیح سلامت جامعه و صرفه جویی در هزینه های درمانی کمک نماید. هم چنین در شماری از بیماری ها، کاهش اشتها و تعادل منفی انرژی باعث بروز مشکلات عدیده و افزایش مرگ و میر می شود. مشخص شده که در این شرایط نیز نروپپتایدها نقش کلیدی دارند. بنابراین می توان امیدوار بود که شناخت مکانیسم این فرآیندها به درمان آنها اقدام کرد. از طرف دیگر نوروپپتید w که به تازگی (حدود یک دهه) کشف شده است و با توجه به نقش کلیدی خود در هموستاز و تنظیم وزن، تحقیقات بسیار کمی درباره این نوروپپتید صورت گرفته است، همچنین تحقیقات زیادی به تمرین به عنوان یک عامل مهم و موثر بر تعادل انرژی و تنظیم وزن و ارتباط آن نوروپپتید w انجام نشده است .همانطور که دیده می شود متخصصینی که در مورد نوروپتیید w و سایر نروپتاییدها مطالعه می کنند به ورزش ، تمرین و فعالیت بدنی عنایتی نداشته اند. برخی شرایط مانند فعالیت بدنی و تمرین می تواند تغییراتی را در پپتیدهای موثر برتنظیم و تعادل انرژی بوجود آورند. تمرین و فعالیت بدنی ، تعادل انرژی در سلول ها را به هم زده و هزینه ی انرژی سلول ها را افزایش می دهد. فعالیت های بدنی منظم ، دستگاه های مختلف انرژی را در گیر کرده و موجب سازگاری های عضلانی ، تنفسی ، قلبی – عروقی ، و سازگار ی متابولیکی می شود ]37[. از آنجایی که تاکنون پژوهشی در مورد تاثیر تمرین ورزشی و عصاره ولیک بر روی نوروپپتیدW پلاسمایی و بافتی صورت نگرفته ، پژوهش حاضر قصد دارد با بررسی اثر فعالیت ورزشی و عصاره میوه ولیک بر روی این نوروپپتید را بررسی نماید.
1-4 – اهداف پژوهش:
1-4-1-هدف کلی:
هدف کلی این پژوهش تعیین اثر8 هفته تمرین شدید بر سطوح نوروپپتید W پلاسمایی و کبدی، پاسخ های هورمون کورتیزول و T4 در موشهای صحرایی نر با و بدون عصاره آبی ولیک (سرخ و سیاه ) می باشد.
1-4-2-اهداف ویژه:
تعیین اثر 8 هفته تمرین شدید با و بدون عصاره آبی سرخ و سیاه ولیک بر سطح نوروپپتید w پلاسما
تعیین اثر 8 هفته تمرین شدید باو بدون عصاره آبی سرخ و سیاه ولیک بر سطح نوروپپتید w کبد
تعیین اثر 8 هفته تمرین شدید باو بدون عصاره آبی سرخ و سیاه ولیک بر هورمون کورتیزول
تعیین اثر 8 هفته تمرین شدید باو بدون عصاره آبی سرخ و سیاه ولیک بر هورمون تیروکسین
بررسی ارتباط سطوح نوروپپتید w پلاسما ، با دیگر متغییر ها
1-5 - فرضیه های پژوهش:
فرضیه 1 : هشت تمرین شدید همراه با مصرف عصاره آبی (سرخ و سیاه) ولیک برسطح نوروپپتید W پلاسما موشهای صحرایی نر اثر دارد
فرضیه 2: هشت تمرین شدید همراه با مصرف عصاره آبی (سرخ و سیاه) ولیک برسطح نوروپپتید W کبدی موشهای صحرایی نر اثر دارد
فرضیه3: هشت تمرین شدید همراه با مصرف عصاره آبی (سرخ و سیاه) ولیک برسطح هورمون کورتیزول پلاسما موشهای صحرایی نر اثر دارد
فرضیه 4: هشت تمرین شدید همراه با مصرف عصاره آبی (سرخ و سیاه) ولیک بر سطح هورمون تیروکسین پلاسما موشهای صحرایی نر اثر دارد
1-6- محدودیت های پژوهش :
1-6-1- محدودیت های غیر قابل کنترل
ـ عدم کنترل دقیق فعالیت شبانه آزمودنی ها
ـ عدم اندازه گیری مقدار غذای مصرفی برای هر نمونه بدلیل نبودن امکانات کافی
ـ عدم کنترل تاثیر عوامل وراثتی آزمودنی ها
1-7- تعریف واژها و اصطلاحات پژوهش
ولیک (کراتاکوس) cratacgus
ولیک یک گیاه دارویی با ارزش است که امروزه در درمان ضایعات قلبی و گردش خون و به ویژه به عنوان ضد عفونت ها و آنتی اکسیدان، تب بر استفاده می شود؛ و اهمیت دارویی آن به دلیل وجود ترکیبات فنلی است که در این رده فلاونوئیدها نقش دارویی مهمی دارند. همچنین مصرف آنتی اکسیدانهای غذایی می تواند از شیوع بیماری های متابولیک کم کند. فلاونوئیدها بخاطر آنتی اکسیدان بودن در تنظیم تغذیه دخیل است و باعث تنظیم چربی خون ،تنظیم متابولیسم گلوکز و کربوهیدارت می شود .
نوروپپتید w: نوروپپتید W تشکیل شده از 30 اسید آمینه و مشتق شده از یک پری پرو پروتئین 165 آمینو اسید است که ژن آن در انسان توسط تاناکا و هکارانش شناسای شد. NPW به ایفای نقش به عنوان عامل ضد اشتها عمل و باعث افزایش دما و متابولیسم بدن می شود.
کورتیزول: هورمون کوتیزول که یک گلوکوکورتیکوئید است ، و از بخش قشری غدد فوق کلیوی ترشح می شود، نقش بسزایی در برقراری هموستاز بدن دارد . هورمون کورتیزول در بدن به صورت دوره ای ترشح می شود، که دامنه و میزان ترشح آن را ریتم شبانه روزی تنظیم می کند. غلظت این هورمون در گردش خون، صبح زود به دلیل افزایش دامنه و میزان ترشح آن در بالاترین سطح است. میزان ترشح کورتیزول به تدریج در طول روز کاهش می یابد و غلظت آن در شب به حداقل میزان خود می رسد .پژوهش ها نشان داده اند که وزن و درصد چربی بدن بر ترشح کورتیزول تاثیر می گذارد.
هورمون تیروکسین یا 4T: تیروکسین به هورمون ترشح شده ازغده تیروئید می‌گویند. هورمون غده تیروئید تری یدوتیرونین 3 Tو تیروکسین 4Tاست .این هورمون از اضافه شدن چهار اتم ید به آمینواسید تیروزین ساخته می‌شود. هورمون های تیروئیدی در سوخت و ساز کلی بدن نقش داشته و نقص در عملکرد غده تیروئید و ترشح نامناسب این هورمون ها عواقب متعدد فیزیولوژیک را به دنبال دارد. برای مثال کاهش غلظت پلاسمایی هورمون های تیروئیدی باعث افزایش وزن و کاهش اشتها می گردد و افزایش آنها کاهش وزن و پرخوری را به دنبال دارد.
تمرین شدید : فعالیت ورزشی دویدن روی نوار گردان ( 5 روز در هفته ، با سرعت 34 متر در دقیقه ، شیب صفر درجه و به مدت 60 دقیقه ) انجام شد.
فصل دوم:
مبانی نظری و پیشینه پژوهش

:2-1مقدمه
در این فصل ابتدا مبانی نظری پژوهش مورد بحث و بررسی قرار خواهد گرفت.پیشنه و مبانی نظری پژوهش ، طیف وسیعی از اطلاعات و نظریه های علمی است که بیان کننده کمیت و کیفت اطلاعات موجود در رابطه با موضوع پژوهشی می باشد و به تشریح پژوهش های مرتبط با موضوع می پردازد . در این فصل پژوهشگر ابتدا به بررسی و مطالعه مفاهیم اساسی که در حوزه پژوهش دارای اهمیت هستند ، نظیر مکمل سازی ، پروتکل تمرینی و ... می پردازدو در پایان اطلاعات ارائه شده ، تحقیقات قبلی انجام شده و نتایج انها بیان می شود.
2-2: مبانی نظری تحقیق
2-2-1:چاقی
چاقی اختلالی است که از عدم تعادل دریافت و هزینه کرد انرژی ناشی می شود. عدم تعادل انرژی به عنوان فیدبکی برای فیزیولوژی و محیط عمل کرده و بر هزینه کرد و دریافت انرژی اثر می گذارد ]38[. ما انرژی را به صورت چربی ذخیره سازی می کنیم، چرا که هم نسبت به کربوهیدرات متراکم تر است و هم برای ذخیره شدن نیاز به مقدار زیادی آب ندارد. پدیده چاقی دو وجهه کاملا متفاوتی داردکه ژنتیک و محیط ]38[.
اطلاعات و آمار نشان می دهد که چاقی در کشورهای غربی در حال افزایش است . و عوامل مختلفی را می توان در این مورد دخیل دانست. از جمله تماشای تلویزیون، غذاهای فوری، کم تحرکی و استفاده از وسایل ماشینی در انجام امور روزمره و ... اشاره کرد. عقیده کلی بر این است که تعادل انرژی و وزن باید به گونه ای تنظیم شود تا اثرات تعادل بین هزینه کرد و دریافت انرژی بر چاقی و وزن بدن کنترل شود . لذا وزن بدن باید به طریقی تنظیم شود، که می دانیم هموستاز انرژی از طریق سیستم عصبی پیچیده ای تنظیم می شود که اثر فراز و نشیبهای کوتاه مدت در تعادل انرژی را بر روی توده بدن به حداقل می رساند. اخیرا مولکول های میانجی و مسیرهای دریافت غذا و تنظیم وزن در مغز شناسایی شده اند ]39[. گزارش کرده اند که با وجود کاهش در مقدار غذای دریافتی روزانه قادر به کاهش وزن نیستند. این ادعا به ایجاد این فرضیه منجر شد که چاقی در اثر اختلال های متابولیکی و نادرست بودن عادت های رفتاری است ، که موجب کاهش انرژی مصرفی در افراد چاق می شود ]40[.
2-2-2:تنظیم تعادل انرژی
عقیده ی کلی بر این است که تعادل انرژی و وزن بدن پدیده ای اند که باید تنظیم شوند. این عقیده از آن جا ناشی می شود که اثر بالقوه عدم تعادل بین هزینه انرژی و دریافت آن بر چاقی وزن بدن مشاهده می شود ]38[. به همین منظور هموستاز انرژی از راه سیستم عصبی پیچیده ای تنظیم می شود که اثر فراز و نشیب های کوتاه مدت در تعادل انرژی را بر روی توده ی چربی بدن به حداقل می رساند. اخیراً مولکول های میانجی و مسیرهای تنظیمی غذا خوردن و تنظیم وزن در مغز شناسایی شده اند ]39[.
محتوای انرژی سلول ها به تعادل بین تولید و مصرف انرژی در سلول ها بستگی دارد. یکی از شرایطی که می تواند تعادل انرژی را در سلول به هم زده و نیازهای هاصی را به سلول تحمیل نماید، ازدیاد هزینه کرد انرژی در اثر فشارهای مختلف روانی و جسمانی از جمله انجام فعالیت بدنی و تمیرن است. به بیان دیگر، در نتیجه تمرین و فعالیت بدنی، تعادل انرژی در سلول به هم خورده و هزینه ی انرژی سلول افزایشمی یابد. سلول در پاسخ به این وضعیت جدید پاسخ های موقتی و لازم را از خود نشان می دهد که در صورت تداوم یافتن این وضعیت، رفته رفته به سازگاری مناسب متابولیکی نایل می شود و در صورت رفع این فشار تدریجاً وضعیت انرژی سلولی به حالت اولیه ی خود برمی گردد. بنابراین گفته می شود که سلول یا اندام یا دستگاه درگیر در مقابل فشار فیزیکی وارده سازگار شده است. تمرین و فعالیت های بدنی منظم، دستگاه های مختلف انرژی را درگیر کرده و موجب سازگاری های عضلانی، تنفسی، قلبی – عروقی و سازگاری متابولیکی می شود که متعاقب فعالیت های بدنی و ورزشی رخ می دهند ]37[.

شکل 2- 1) تنظیمات جبرانی دریافت و مصرف کالری در پاسخ به تغییرات در محتوای چربی بدن است.]47[
2-2-3:کنترل اشتها و هموستاز انرژی
مرکز اصلی هموستاز یا تعادل انرژی در انسان هیپوتالاموس می باشد ، هرچند نواحی مختلفی از مغز از کورتکس گرفته تا ساقه مغز در رفتار دریافت غذا و هموستاز انرژی دخالت دارند . در بیشترین بزرگسالان ذخایر چربی و وزن بدن علیرغم تغییرات بسیار گسترده مصرف غذای روزانه و مصرف انرژی به طور چشمگیری ثابت است. برای برقراری تعادل بین انرژی دریافتی و مصرف غذای روزانه و مصرف انرژی به طور چشمگیری ثابت است. برای برقراری تعادل بین انرژی دریافتی و مصرفی یک سیستم فیزیولوژیکی پیچیده شامل سیگنال های آوران و وابران فعالیت می کند] 1[. این سیستم شامل مسیرهای چندگانه ای است که در تعامل با هم وزن را کنترل می نماید .در گردش خون هورمون هایی وجود دارند که به صورت حاد و موقت غذا خوردن را شروع یا خاتمه می دهند وهم هورمون هایی هستند که منعکس کننده چاقی و تعادل انرژی بدن می باشد. این سیگنال ها به وسیله اعصاب محیطی و مراکز مغری از جمله هیپوتالموس و ساقه مغزی یکپارچه می شوند هنگامی که سیگنال ها یکپارچه شوند ، نوروپتید های مرکزی را ، که غذا خوردن و هزینه انرژی را تغییر می دهند ، تنظیم می کنند ] 1[.
پیچیدگی رفتار دریافت غذا منعکس کننده ی تعداد نواحی در گیر در مغز است. به عنوان مثال ، قشر پیشانی چشمی در گیر در سیری ویژه حسی است در حالی که آمیگدال در ارزیابی مزه و طعم غذا دخالت دارد . بنابراین رفتار دریافت غذا را می توان به فاز های مختلفی از جمله فاز اشتها ، که شامل جستجو برای غذا است ، و فاز مصرف شامل خوردن واقعی غذا است ، تقسیم بندی کرد ]41[.
برای حفظ یک وزن ثابت در یک دوره ی زمانی نسبتا طولانی همواره باید توازنی بین دریافت غذا و هزینه انرژی برقرار باشد . هیپوتالاموس اولین مرکز ی است که حدود 50 سال قبل نقش آن در این فرایند شناخته شد . علیرغم در گیری نقاط مختلفی از مغز در رفتار غذا خوردن ، هیپوتالاموس به عنوان مرکز اصلی غذا خوردن مطرح می باشد .در اوایل دهه 1940 نشان داده شد که تزریق یا تحریک الکتریکی هسته ها ویژه ای در هیپوتالاموس ، رفتار تغذیه ای را تغییر می دهد. هیپوتالاموس شامل چندین هسته می باشد که در دریافت غذا دخالت دارند شامل هسته های کمانی (ARC) ، هسته ای مجاور بطنی (PVN) ، بخش های جانبی هیپوتالاموس (LHA) ، هسته های بطنی میانی (VMH) و هسته های خلفی میانی (DMH). در ARC دو دسته اصلی نورون که به وضعیت تغذیه ای حساس هستند و جود دارند . یکی دسته از ان ها دریافت غذا و اشتها را تحریک و دسته دیگر ان را مهار می کنند ]41[. هسته های بطنی میانی (VM) به عنوان « مرکز سیری» و هسته های جانبی هیپوتالاموس (LH) عنوان «مرکز گرسنگی» شناخته شده اند. هسته های کمانی (ARC) هیپوتالاموس نیز به عنوان محلی که این سیگنال های تنظیمی اشتها را یکپارچه می کند شناخته شده است ]42[ .

شکل 2 – 2) طراحی شماتیک ساده از مناطق هیپوتالاموس که در مصرف مواد غذایی نقش اصلی ایفا می کند.]41[
2-2-4:هیپوتالاموس
برای حفظ یک وزن در یک دوره زمانی نسبتاً طولانی همواره باید توازنی بین دریافت غذا و هزینه انرژی برقرار باشد. هیپوتالاموس اولبین مرکزی است که حدود 50 سال قبل نقش ان در این فرایند شناخته شد. در اوایل دهه 1940 نشان داده شد که تزریق یا ایجاد تحریک در هسته های ویژه ای از هیپوتالاموس باعث تغییر در رفتار تغذیه ای و دریافت غذا می شود. در هیپوتالاموس هسته های بطنی میانی (VMH) ، به عنوان «مرکز گرسنگی» شناخته شده اند. هسته های کمانی (ARC) هیپوتالاموس نیز به عنوان محلی که این سیگنال های تنظیمی اشتها را یکپارچه می کنند شناخته شده است. چرخه های عصبی متعددی در هیپوتالاموس قرار دارد. بر اساس دانسته های ما شبکه های عصبی و انشعابات آنها در داخل هیپوتالاموس قرار دارد. بر اساس دانسته های ما شبکه های عصبی و انشعابات آنها در داخل هیپوتالاموس گسترش پیدا می کنند و اجتماعات عصبی مجزا، نروترانسمیترهای ویژه ای را ترشح کرده که بردریافت غذا و یا هزینه کرد انرژی اثر گذاشته که خود توسط سیگنال های خاص وضعیت تغذیه ای تنظیم می شوند. سیگنال های محیطی درگیر در تهادل انرژی، از قبیل هورمون های روده ای مثل پپتاید YY و GLP-1 از طریق یک مکانیسم فیرقابل اشباع از سد خونی- مغزی گذشته و بنابراین به ARC می رسند. البته سیگنال های دیگری از قبیل لپتین و انسولین از طریق یک مکانیسم قابل اشباع از خون به مغز می رسند. بنابراین سد خونی – مغزی یک نقش تنظیمی پویا در عبور دادن برخی سیگنال های انرژی گردش خون دارد. در ARC دو دسته اصلی نرون که به وضعیت تغذیه ای حساس هستند ، وجود دارند . یک دسته از انها دریافت غذا و اشتها را تحریک و دسته دیگر ان را مهار می کنند عوامل اشتها آور و شد اشتها به ترتیب فعالیت سیستم عصبی سمپاتیک را کاهش و افزایش می دهند و به موجب آن ذخایر چربی بدن و هزینه انرژی را تنظیم می کنند . این عمل از طریق تغییر گرمازایی در BAT و احتمالاً در محل های دیگری از قبیل بافت سفید چربی وعضله، از طریق القاء پروتئین جفت نشده میتوکندریایی یک UCP-1 و UCP-2 و UCP-3، انجام می شود. ارتباط بین دریافت غذا و فعالیت سمپاتیک از طریق مواد انتقال دهنده عصبی متعددی صورت می گیرد. نروپتایدها عناصر مهم سیستم تنظیم کننده دریافت غذا هستند. هورمون ها ، انتقال دهنده های عصبی و نروپتایدهایی که بر دریافت غذا اثر می گذارند. مولکول های تحریک کننده اشتها شامل نوراپی نفرین، گاما آمینو بوتیریک اسید و هفت دسته از نروپتایدها هستند، در حالی که مولکول های مهار کننده غذا اشتها شامل سروتونین، دوپامین و تعداد زیادی از پپپتایدهای روده ای – مغزی هستند ]42[ .
2-2-5:سیگنال های عصبی و هورمونی کنترل اشتها
در موجودات تکامل یافته، نظیر انسان سیستم تنظیم دریافت غذا شامل دو بخش شبکه تنظیم اشتها و سیگنال های عصبی و هورمونی ارسالی از نواحی مختلف بدن به شبکه تنظیم اشتها می باشد که بخش اول از نورون های ایجاد کننده اشتها یا نورون های اورکسیژنیک و نورون های ایجاد کننده بی اشتهایی یا نورون های انورکسیژنیک تشکیل شده است که همگی در هسته های مختلف هیپوتالاموس قرار دارند و این دو دسته نورون شبکه تنظیم اشتها با یکدیگر در ارتباط هستند و بر فعالیت یکدیگر اثر می گذارند ]43[ . بنابراین عوامل تنظیمی متعددی چون هسته های مختلف هیپوتالاموس واقع در سیستم عصبی مرکزی، ذخایر انرژی و هورمون ها در تنظیم اشتها و دریافت غذا بصورت دراز مدت وکوتاه مدت دخالت دارند . در انسان انتقال دهنده های سیستم عصبی و پپتیدهای روده ای متعددی از عوامل مهم تنظیم اشتها می باشند]44[. اکثر مطالعات انجام گرفته در زمینه اشتها و دریافت غذا، روی دو هورمون لپتین و گرلین متمرکز است. این دو هورمون بعنوان تنظیم کننده های اصلی شبکه تنظیم اشتها و دریافت غذا درهسته های مختلف هیپوتالاموس مطرح هستند]45[.
هورمون لپتین محصول ژن چاقی است که در تنظیم فرایندهای متابولیک دخیل است و نمایانگر میزان ذخیره چربی بدن است . این هورمون با گیرنده های ویژه ای در هیپوتالاموس و با مهار باعث کاهش اشتها می شود و از طرف دیگر ترشح نوروپپتید Y با افزایش فعالیت سیستم عصبی سمپاتیک و لیپولیز موجب افزایش میزان متابولیسم بدن، میزان انرژی مورد نیاز و در نتیجه میزان چربی بدن را کنترل می کند]46[.
گرلین به عنوان یک لیگاند درون زاد برای گیرنده ترشح دهنده هورمون رشد مطرح است. سلول های غده اکسینتیک موکوس فوندوس معده منبع اصلی این پپتید اشتها آور است ]47[. مطالعات گذشته نشان داده است درحالی که تزریق انسولین در برخی از هسته های هیپوتالاموس سیستم اعصاب مرکزی دریک روش وابسته به دوز بعد از ورود به فضای بین سلولی درمغز به رسپتورهای خود نظیر نورون های، نوروپپتید Y متصل و آن را مهار می کند و یا از طریق تحریک انتقال دهنده عصبی α –MSH به دلیل افزایش تولید وترشح لپتین سبب کاهش دریافت غذا می شود ولی افزایش سطح سرمی انسولین (به صورت محیطی) در صورتیکه باعث کاهش غلظت گلوکزخون شود می تواند اشتها را تحریک نماید ]48[.

شکل 2 – 3 ) گردش هورمون های موثر بر تعادل انرژی از طریق هسته کمانی ]44[
2-2-6:سیستم کنترل مرکزی
سیگنال های نماینده چاقی در CNS یکپارچه می شوند. در داخل CNS دریافت غذا و تنظیم وزن به طور موثری انجام می شود. در CNS و بطور اختصاصی در هیپوتالاموس دو سیستم موثر آنابولیک و کاتابولیک وجود دارد که وزن بدن و توده چربی را تنظیم می نمایند . مسیرهای که سیگنال های چاقی از لپتین (مترشحه از آدیپوسیت ها) و انسولین (مترشحه از پانکراس ) با چرخه های خودکار مرکزی اندازه غذا را تنظیم می کنند.لپتین و انسولین مسیر کاتابولیک (نرون های POMC/CART ) را تحریک و مسیر آنابولیک (نرون های NPY/AGRP ) که از ARC منشأ می گیرندۀ را مهار می کنند. درون دادهای آوران وابسته به سیری از کبد و مجاری معده ای ـ روده ای و از پپتیدهایی مثل CCK از طریق عصب واگ و تارهای سمپاتیک به NTS ، یعنی جای که با درون دادهای پایین رونده هیپوتالاموس یکپارچه می شوند. برون داد عصبی خالص از NTS و سایر نواحی بصل النخاع و مخچه مغز منجر به خاتمه غذا خوردن می شوند. کاهش درون دادهای از سیگنال های چاقی ( در حین کاهش وزن ناشی از رژیم) بنابراین باعث افزایش اندازه غذا به وسیله کاهش پاسخ های ساقه مغز به سیگنال های سیری می شوند]4[.
مسیر های که سیگنال های جاقی از لپتین (مترشحه از آدیپوسیت ها) و انسولین (مترشحه از پانکراس) با چرخه های خودکار مرکزی اندازه غذا را تنظیم می کنند. لپتین و انسولین مسیر کاتابولیک (نرون های POMC/CART ) را تحریک و مسیر آنابولیک (نرون های NPY/AGRP ) که از ARC منشأ می گیرند ، را مهار می کنند. درون دادهای آوران وابسته به سیری از کبد و مجاری معده ای-روده ای و از پپتیدهایی مثل CCK از طریق عصب واگ و تارهای سمپاتیک به NTS ، یعنی جای که با درون دادهای پایین رونده هیپوتالاموس یکپارچه می شوند. برون داد عصبی خالص از NTS و سایر نواحی بصل النخاع و مخچه مغز منجر به خاتمه غذا خوردن می شوند. کاهش درون دادها از سیگنال های چاقی (درحین کاهش وزن ناشی از رژیم) بنابراین باعث افزایش اندازه غذا به وسیله کاهش پاسخ های ساقه مغز به سیگنال های سیری می شوند. ]4[.

جدول 2-1- مولکول های سیگنالی کاندید در هموستاز انرژی در CNS ]39[.
سیستم موثر آنابولیک باعث افزایش دریافت غذا، اکتساب وزن، کاهش هزینه انرژی و برعکس سیستم موثر کاتابولیک باعث کاهش دریافت غذا ، از دست دادن وزن و افزایش هزینه انرژی می شود .
2-2-7:کنترل محیطی اشتها
سیگنال های محیطی درگیر در تعادل انرژی، از قبیل هورمون های روده ای مثل پپتاید و GLP1 از راه یک مکانیسم غیرقابل اشباع از سدخونی- مغزی گذشته و بنابراین به ARC می رسند. البته سیگنال های دیگر از قبیل لپتین و انسولین از راه یک مکانیسم قابل اشباع از خون به مغز می رسند. بنابراین سد خونی- مغزی یک نقش تنظیمی پویا در عبور دادن برخی سیگنال های انرژی گردش خون دارد ]49[.
گرلین اولین هورمونی است که به دنبال تزریق محیطی موجب افزایش غذا خوردن می شود. در انسان ها گرلین پلاسمایی قبل زا هر وعده غذا افزایش ناگهانی و پس از صرف هر وعده غذایی به صورت کوتاهی سقوط می کند. این یافته ها دلالت بر این دارند که گرلین سممکن است به عنوان یک شاخص تعادل انرژی کوتاه مدت تلقی شود و ممکن است به عنوان یک مولکول سیگنالینگ در طول مدت زمان تخلیه انرژی در نظر گرفته شده است ]49[.

شکل 2-4 ) تنظیم مصرف غذا بوسیله ی هورمون های محیطی و مسیرهای سیگنالینگ مرکزی انها.]45[
2-3 :تنظیم کننده های وزن و متابولیسم بدن
گزارش ها نشان که وزن و متابولیسم بدن توسط نوروپپتید ها و هورمون های متعددی کنترل و تنظیم می شود.که به اختصار به توضیح برخی از مهمترین آنها می پردازیم.
2-3-1:نروپپتایدها
2-3-1-1: نوروپپتید Y (NPY)
NPY یک پپتید 36 اسید آمینه ای و یکی از فراوان ترین و گسترده ترین (از لحاظ توزیع) عوامل انتقال دهنده عصبی در مغز پستانداران می باشد. ARC محل اصلی بیان NPY در داخل نرون های هیپوتالاموس می باشد. هر چند NPY پس از تزریق مرکزی اثرات گوناگونی روی رفتار و عملکرد به جا می گذارد. ولی قابل توجه ترین اثر آن تحریک غذا خوردن است. تزریق چندباره NPY به داخل PVN یا دهلیزهای مغزی باعث چاقی می شود که نشان دهنده آن است که NPY قادر به مهار سیگنال های مهار کننده دریافت غذا می باشد. NPY باعث تعادل مثبت انرژی از طریق افزایش دریافت غذا می شود و همچنین باعث کاهش هزینه انرژی از طریق کاهش گرمازایی در BAT و همچنین تسهیل ذخیره چربی در بافت سفید چربی از طریق افزایش فعالیت انسولین می گردد ]50[. NPY در ARC سنتز شده و به داخل PVN ترشح می شود و توسط سیگنال های مثل لپتین، انسولین (که هر دو مهار کننده) و گلوکورتیکوئیدها (فعال کننده)، تنظیم می شود. سنتز و ترشح NPY در مدل های با شرایط کمبود انژژی یا افزایش نیازهای متابولیکی از قبیل گرسنگی ، دیابت وابسته به انسولین، شیردهی و فعالیت بدنی افزایش می یابد. نقش فیزیولوژیکی اصلی نرون های ARC ، NPY، احتمالا برقراری مجدد تعادل انرژی و ذخایر چربی بدن در شرایطی است که بدن با کمبود انررژی مواجه است. علیرغم شواهد کافی برای نشان دادن نقش کلیدی NPY در هموستاز انرژی، عجیب این است که در موش های که ژن NPY آنها کاملا حذف شده بود دارای فنوتیپ نرمال بودند به جز اینکه مستعد به جمله ناگهانی شده بودند. بنابراین هنوز کاملا مشخص نیست که آیا NPY فقط در شرایط حادی از قبلی موش های تراریخته ob/ob در پراشتهایی یا چاقی نقش دارد یا آیا فنوتیپ نرمال به علت مکانیسم های جبرانی توسط سایر سیگنال های اشتهاآور است که جایگزین NPY می شوند و به حفظ تغذیه طبیعی و تنظیم وزن کمک می کنند ]51[.

شکل 2-5) فعال سازی سلول های عصبی NPY / AGRP دارای یک اثر اشتهاآور، در حالی که فعال سازی سلول های عصبی POMC / CART اثر ضد اشتهای می باشد.
2-3-1-2: ارکسین ارکسین اخیرا به عنوان دسته ای از نروپپتیدها شناخته شده که همچنین تحت عنوان هیپوکرتینز نامگذاری می شود. ارکسین A و B به ترتیب دارای 23 و 28 اسید آمینه بوده و 46 درصد مشابهت دارند. هر دو پپتید توسط یک ژن کدگذاری شده و در نرون های خلفی و جانبی هیپوتالاموس قرار دارند. تزریق ارکسین A به طور معنی داری موثرتر از ارکسین B می باشد. البته اثر ارکسین بر تحریک غذا خورئن از اثر NPY خفیف تر است. ارکسین احتمالا بیشتر درگیر کنترل متابولیسم انرژی است تا دریافت غذا . ناشتایی باعث تظاهر افزایش ژن ارکسین در هیپوتالاموس می شود ]49[.
2-3-1-3: گالانین
گالانین یک پپتید 29 اسیدآمینه ای است که در دسته ی نورونی PVN , DMH , ARC توزیع شده است. گالانین دریافت غذا در موش های صحرایی پس از تزریق به داخل CV و همچنین VMH , LH , PVN و هسته های مرکزی آمیگدال را تحریک می کند. همانند MCH و ارکسین، غذا خوردن ناشی از گالانین ضعیف تر از NPY بوده و تزریق مداوم گالانین اثری بر حفظ چاقی یا پراشتهایی ندارد. از لحاظ آناتومیکی و عملکردی ارتباط نزدیکی بین نرون های تولید کننده گالانین وسایر سیگنال های اشتهاآور وجود دارد. هر چند سیستم NPY ارتباط نزدیکی با مصرف و هضم کربوهیدرات ها دارد، گالانین احتمالا در وهله اول در کنترل مصرف چربی ها و افزایش ذخیره بافت چربی از طریق کاهش در هزینه کرد انرژی دخالت دارند. گالانین در حین دوره میانی چرخه غذایی طبیعی فعال شده و یک رژیم با چربی بالا می تواند تولید گالانین را در PVN افزایش داده که ارتباط نزدیکی با چاقی بدن دارد ]49[.
2-3-1-4: نوروپتیید w-23
نوروپتیید W-23 که در ده اخیر کشف شده از 23آمینو اسید تشکیل شده است.که در تنظیمات تغذیه ای و هورمونی مشارکت دارد. مطالعات نشان می دهد ، تزریق داخل بطن مغزی NPW23 باعث افزایش جذب غذا و تحریک آزادسازی پرولاکتین]52[ و کورتیکوسترون ]53[ در موش صحرایی می شود،همچنین تحقیقات آزمایشگاهی نشان داده که افزایش غلظت NPW23 ، به طور قابل توجهی بر پرولاکتین، هورمون رشد و انتشار ACTH از سلولهای هیپوفیز قدامی را تغییر می دهد ]53[.
2-3-2:هورمون ها
2-3-2-1:گرلین
گرلین برای اولین بار در سال 1999 توسط کوجیما و همکارانش از معده موش جداسازی شد و به عنوان لیگاند درونی برای گیرنده GHS-Ra مطرح گردید. گرلین به هنگام گرسنگی به مقدار زیادی در سلولهای مخاط معده و به مقدار اندکی در سایر اندام ها از جمله مغز، هیپوفیز، سلولهای لایدیگ و سلولهای سرتولی نیز به نسبت کمتر تولید می شود ]54[. مطالعات نشان داده گرلین علاوه بر افزایش هورمون رشد ]55[ سبب افزایش تخلیه معده، افزایش اشتها، افزایش وزن بدن ]56[ تحریک ترشح ACTH ، مهار LH 6 و کاهش غلظت هورمون های تیروئیدی می شود ]57[. تزریق گرلین از طریق افزایش بیان ژن ها ی AgRP و NPY در هستۀ ARC هیپوتالاموس که نورونهای آنها مستقیماً بر روی TRH گیرنده دارند سبب کاهش هورمونهای تیروییدی می شوند ]58[.

شکل 2-6) گرلین قبل و بعد از دریافت غذا
2-3-2-2:ابستاتین
زانگ و همکاران (۲۰۰۵) پپتید ۲۳ اسید آمینه ای دیگری به نام ابستاتین را شناسایی کردند. این پپتید از ژن سازنده ی گرلین مشتق شده که بعد از ترجمه، دستخوش تغییرات متفاوتی شده است. یافته های بررسی ها نشان داد درمان جوندگان با ابستاتین منجر به تعادل انرژی منفی از راه کاهش دریافت غذا و تخلیه ی معده می شود. بنابراین برخی پژوهشگران به این نتیجه رسیدند که گرلین و ابستاتین اثرات متضادی بر تنظیم وزن دارند و ممکن است عملکرد نامطلوب ابستاتین در پاتوفیزیولوژی چاقی درگیر باشد.]59[
پژوهش قنبری نیاکی و همکاران نشان داد کسر و گلیکوژن کبدی ناشی از تزریق اتیونین در موش ها ATP منجر به افزایش سطح گرلین پلاسما می شود که می تواند به عنوان یک آغازگر مهم دریافت غذا مد نظر قرار گیرد؛ هم چنین مشاهده شد سطح ابستاتین پلاسما مورد تاثیر و گلیکوژن کبد نیست و انجام تمرین های ATP کاهش ورزشی نیز نتوانست این نتیجه را مورد تاثیر قرار دهد. پژوهشگران این گونه نتیجه گیری کردند که گرلین نسبت به ابستاتین به کسر انرژی کبد حساس تر است ]60[. گائو و همکاران(2009) انجام پژوهشی روی زنان و مردان چاق دریافتند سطح گرلین و ابستاتین آزمودنی های چاق پایین تر، اما نسبت گرلین به ابستاتین آنها از آزمودنی های با وزن طبیعی بالاتر بود ]61[.
زامرازیلوا و همکاران (۲۰۰9) نیز نسبت سطح گرلین به ابستاتین پلاسما را در زنان با وزن طبیعی، چاق و دچار بی اشتهایی عصبی اندازه گیری نمودند. یافته ها نشان داد نسبت سطح گرلین به ابستاتین در زنان با بی اشتهایی عصبی به طور معنی داری بالاتر از سایر گروه ها بود ]62[. در کل نقش واقعی ابستاتین در سازوکار چاقی هنوز مشخص نیست، اما تعادل بین گرلین و ابستاتین نقش مهمی در سازوکار چاقی و بیماری های متابولیکی ایفا می کند]63[.
2-3-2-3:لپتین
لپتین، پروتئین 167 اسید آمینهای است که در تنظیم فرآیندهای متابولیک دخالت دارد و نمایانگر ذخیره چربی بدن است]64[ برخی از پژوهشگران لپتین را عامل هشدار دهنده در تنظیم محتوای چربی بدن ذکر کرده اند ]65[ لپتین پس از تولید در بافت چربی به داخل خون ریخته می شود . در سد خونی مغز ناقل هایی وجود دارد که باعث ورود لپتین به دستگاه عصبی مرکزی شده و با شرکت در سرکوب سنتز نوروپپتیدهایی از قبیل نوروپپتیدy (عامل افزایش اشتها)، باعث کاهش اشتها می شود]66[ . بنابراین اثر خالص عملکرد لپتین در جهت کاهش وزن است اما کمبود این هورمون و یا مقاومت نسبت به آثار آن، هر دو می تواند سبب افزایش وزن شوند]67[ .
پژوهش استاد رحیمی و همکاران روی زنان چاق، نشان داد توده بافت چربی از پیشگویی کننده های اصلی غلظت لپتین بوده و همبستگی معنی داری بین توده چربی و لپتین وجود دارد ]68[ نتایج پژوهش ضرغامی و همکاران نشان داد که مقادیر سرمی لپتین در زنان چاق حدود 3 برابر زنان با وزن طبیعی بوده و همبستگی مستقیمی بین لپتین و شاخص توده بدن وجود دارد ]69[. همبستگی بین غلظت سرمی لپتین با شاخص توده بدن، درصد و توده چربی بدن، ذخایر مختلف چربی و همچنین ضخامت چربی زیر پوستی در تحقیقات دیگر نیز مشاهده شده است ]70[ این همبستگی در زنان چاق 3 برابر بیش تر از مردان چاق است ]71[.
87630-80645
شکل 2- 7 ) لپتین به عنوان بخشی از یک حلقه بازخورد به حفظ ذخائر ثابت از چربی عمل می کند. از دست دادن چربی بدن منجر به کاهش در لپتین، که مولکول های تغذیه محرک در هیپوتالاموس، مانند NPY را فعال می سازد. در مقابل، افزایش چربی بدن منجر به افزایش لپتین، که مولکول های تغذیه بازدارنده مانند MC را فعال می سازد. ]49[
2-4: نوروپتیید w
نوروپتیید w که اولین بار از هیپوتالاموس خوک جدا شده به دو شکل وجود دارد که شامل نوروپتیید 23- w (NPW23) یا نوروپتیید 30- w (NPW30) که 23 و 30 نشان از تعداد آمینو اسید تشکیل دهنده آن است.این نوروپتییدها به یکی از دو دریافت کننده NPW ، شامل GPR7 (NPBWR1) و GPR8(NPBWR2) متصل می گردد که به خانواده ی گروه پروتیین G تعلق دارند. GPR7 در مغز و قسمت های بیرونی و خارجی بدن انسان و جانوران جونده وجود دارد، در حالیکه GPR8 در جانوران جونده وجود ندارد . mRNA GPR7 در جانوران جونده به شکل گسترده ای در بسیاری از مناطق هیپوتالاموس ، شامل قسمت بطنی ، بصری ، میانی جلویی ، پشتی ، فوقانی وقسمت های قوس داربیان شده است .
مشاهدات نشان می دهد که GPR7 نقش مهم و حیاتی در تعدیل عملکرد غده های درون زا و عصبی ایفا می کند. تزریق بطنی مغزی NPW نشان داده شده که مانع جذب غذا شده و در وزن بدن اختلال ایجاد می نماید و موجب افزایش تولید گرما و حرارت و دمای بدن می شود، این نشان می دهد که NPW به عنوان یک مولکول نشانگر کاتابولیسم درونی عمل می کند ]72[.
2-4-1:گیرنده های NPW
در سال 1995 ، ادد و همکارانش از الیگونکلوتیدهای بر مبنای گیرنده ی اپیوئیدی و همینطور گیرنده ی سوماتواستاتین جهت شناسایی دو ژن GPR7 و GPR8 استفاده کردند.که پیش بینی می شود این دو دریافت کننده مسئول کد گذاری گروه پروتئینی G درون مغز انسان هستند. mRNA GPR7 در مغز انسان و جانوران جونده نشان داده شده ، در حالیکه ژن GPR8 در مغز انسان و خرگوش و نه جانوران جونده شناسایی شده است ]73[. در سال 2002، شیمومورا و همکارانش لیگاندهای درون زا را در مورد-8 GPR7 با در معرض قرار دادن سلول های تخمدان موش های چینی (CHO) با ذره های هیپوتالامیک خوک، تغییراتی در سطح CAMP مشاهده نمودند. علاوه بر این، وقتی بیان سلول GPR7 یا GPR8با عصاره ی هیپوتامیک القا شد تولید CAMP ناشی از فورسکولین متوقف می شود. این دریافت کننده ها به دریافت کننده های گروه پروتیینی Gi متصل بودند ]52[.
تجزیه و تحلیل ساختاری بیشتر در مورد لیگاندهای مسئول مهار تولید cAMP منجر به شناسایی یک پپتید جدید به نام NPW گردید. شیمومورا و همکاران توالی پپتید بالغ 23 و30 آمینو اسید باقی مانده از خوک ، موش و انسان را شناسایی کردند.NPW به دو شکل بالغش : NPW30 (شامل 30 آمینو اسید) و NPW23 (شامل 23 آمینو اسید) نام گذاری شده است که در ژن انسان بوسیله تاناکا و همکاران (2003) شناسای شد ]72[.

شکل 2- 8) فرق نوروپتیید 23- w و نوروپتیید 30- w ( انسان ، خوک ، رت ، موش)].72[
2-4-2: توزیع مرکزی NPW
بر اساس آنالیز RT-PCR ، برزلین و همکارانش (2003)گزارش داده اند که ژن NPW در سیستم عصبی مرکزی انسان مانند جسم سیاه و نخاع ، و در حد متوسط ​​در هیپوکامپ، آمیگدال، جسم پینه ای هیپوتالاموس ، مخچه و ریشه پشتی نخاع بیان شده است. شیمی سلولی هیبریداسیون در جوندگان نشان داده است که ژنNPW در چند مناطق محدود مغزی شامل PAG، هسته EW و هسته پشتی جنین توزیع شده است ]74،53،10 [. در حالی که کیتامورا و همکاران،( 2006) گزارش داده اند که این موضوع به هسته های خاصی در مغز میانی و ساقه مغز محدود می شود. با این حال، بر اساس تجزیه و تحلیل RT-PCR، گزارش داده اند که NPW mRNA در قسمت PVN، VMH ، ARC و LH موش بیان می شود]75[.مطالعه دیگری نیز حاکی از توزیع NPW در قسمت های متعددی از مغز موش صحرایی بوده است ]76[.
مطالعات ایمونوهیستوشیمی نشان داده است که NPW-LI به طور عمده در مناطق هیپوتالاموس، ARC و غده هیپوفیز خلفی ، با یک سطح پایین تر در PVN مشاهده شده است. جالب این است که سلول های NPW-LI هیپوتالاموس نر نسبت به ماده بیشتر است ]76[. در مطالعه دیگری، کیتامورا و همکاران (2006) از استقرار زیادی از NPW-LI را در سلول مغز میانی، شامل PAG و EW خبر داده اند. علاوه بر این، آنها برای اولین بار حضور NPW-LI و فرآیندهای آن را در PVN، VMH و آمیگدال در سطح میکروسکوپ الکترونی شناسایی و بررسی کرده اند]77[. همچنین، رشته های عصبی NPW-LI به وفور در مغز میانی و در دستگاه لیمبیک، از جمله CEA و BST توزیع شده بود، این امر نشان می دهد که NPW ممکن است در فرایند تعدیل ترس و اضطراب و همچنین در رفتار تغذیه نقش مهمی ایفا کند]78،77،76،75[.
2-4-3: توزیع محیطی NPW
در بافت های محیطی، NPW در نای ، در سلول سرطانی لنفوسیت نابالغ کلیه جنین و سرطان روده بزرگ بیان می شود]79[.سلول های وابسته به قشر غده فوق کلیوی نیز NPW تولید می کند]78[.هوکل وهمکاران (2006) گزارشی مبنی بر توزیع NPW در تیروئید و غدد پاراتیروئید، پانکراس، غدد آدرنال، تخمدان و بیضه در موش ارائه کردند.درحالیکه روکینیسکی و همکاران (2007) واکنش پذیری ایمنی NPW در تمام سلول های پانکراس شامل سلول های A ،B وD رانشان داده اند. درمقابل ، دزاکی و همکاران ( 2008) واکنش پذیری ایمنی NPW را در سلول های B ، و نه سلول های A یا D یافتند. بعلاوه NPW mRNA در سیستم ادراری تناسلی از جمله کلیه، بیضه ها، رحم، تخمدان، و جفت توزیع شده است ]80[.
بر اساس انالیز RT-PCR ، از حضور ژنNPW در در غده هیپوفیز، غده فوق کلیوی و معده را تایید کرد ]81[. این مشاهدات نشان می دهد که NPW ممکن است نقش مهمی در تنظیم سیستم غدد درون ریز را در پاسخ به استرس و همچنین در فعال شدن محورهیپوتالاموس هیپوفیز فوق کلیوی (HPA) ایفا کند ]81،82[.
2-4-4: توزیع GPR7-8
تجزیه و تحلیل RT-PCR در انسان نشان داد که ژن GPR7 به شدت در آمیگدال، هیپوکامپ، نئوکورتکس، و هیپوتالاموس بیان می شود ]73[. مطالعات مربوط به شیمی سلولی نشان داده است که ژن GPR7 در هیپوتالاموس موش، از جمله ARC، VMH، PVN و DMH، موجود است .ایشیی و همکاران (2003) گزارش داده اند که از بین بردن NPBW1 باعث پر خوری و توسعه چاقی می شود. سینگ و همکاران (2004) از دریافت کننده ی رادیوگرافی [125I]-NPW استفاده کرده و توزیع قابل توجهی از NPBW1 در آمیگدال موش و هیپوتالاموس، و همچنین در BST، MPA ، PAG ، ارگان سابفورنیکال و سطوح خاکستری رنگ سوپریور کولیکلوس ( قسمتی از مغز میانی) را نشان دادند. به طور کلی، GPR7 در سطح وسیعی در آمیگدال بیان می شود ]84،83،74[. اگر چه BST بالاترین سطح بیان GPR7 در پستانداران کوچک را نشان داده است، این پدیده در انسان ثابت نشده است. کیتامورا و همکاران ( 2006) گزارش کرده اند که GPR7 بیشتر در CeA و BST، موش صحرایی توزیع شده است که این امر ممکن است نشان دهد که GPR7 در تنظیم استرس، احساسات، ترس و اضطراب دخالت دارد. از طرف دیگر ژن های GPR7-8 در غده هیپوفیز و غده فوق کلیوی ( قشری و مرکزی ) بیان شده است ]72[ . این مشاهدات نشان می دهد که GPR7-8 ممکن است در پاسخ به استرس از طریق محور HPA درگیر باشد]82 [.
زیلوکوسکا و همکاران (2009 ) اخیرا آزمایشی مبنی بر توزیع و عملکرد NPW، NPB، و GPR7 در سلول های مانند یاخته ی استخوانی موش صحرایی و همچنین نتایج آن را که حاکی از تاثیر مستقیم بر روی تکثیر سلول ها بود را انجام دادند. NPB در پستانداران بزرگ، و همچنین در خرگوش شناسایی شده است، اما در موش صحرای و هیچ یک از موش ها بیان نشده است. تجزیه و تحلیل RT-PCR نشان داده است که ژن GPR8 است که به شدت در آمیگدال، هیپوکامپ، غده هیپوفیز، غده فوق کلیوی و بیضه ها و همچنین در سلول های قشری در غدد فوق کلیوی بیان شده است ]72[ .
2-4-5: تنظیم تغذیه ومتابولیسم انرژی بوسیله NPW
حذف GPR7 در موش های باعث پرخوری و کاهش مصرف انرژی می شود. این امر نشان می دهد که NPW ممکن است به عنوان یک تعدیل کننده تغذیه عمل کند. تزریق داخل بطن مغزی NPW در موشهای صحرایی نر باعث افزایش جذب غذا طی 2 ساعت اول در فاز نور می شود ]52[. همچنین لوین و همکاران (2005) گزارش کرده اند که تزریق NPW به PVN مصرف مواد غذایی را افزایش می دهد . این نتایج نشان می دهد که NPW به عنوان یک پپتید اشتها آور حاد عمل می کند. با این حال، موندال و همکاران (2003) گزارش کرده اند که هر دو شکل NPW باعث سرکوب تغذیه در فاز تاریک می شود،این نشان می دهد که اثر NPW در مورد تغذیه متفاوت است بسته به اینکه آیا حیوانات در نور و یا فاز تاریک نگهداری می شود]72[.
مطالعات عصبی انجام شده نشان داد که رابطه عصبی بین NPW و دیگر نوروپپتید های درگیر در تنظیم تغذیه باعث فعل و انفعالات عصبی بسیار نزدیک بین رشته های عصبی حاوی NPW و ارکسین یا هورمون MCH و رشته های عصبی در مغز موش های صحرایی می شود ]85[. در حالی که لوین و همکاران (2005) نشان داد که توزیع c-fos در نورون های حاوی ارکسین در منطقه ی پریفورنیکل در LH بعد از تزریق NPW در داخل بطن مغزی (icv) رخ داده است. جالب این است، که آنها همچنین سلول های NPW-LI در VMH، را نیز شناسایی کردند که به عنوان یک مرکز سیری شناخته شده است ]75[.
تاثیر لپتین بر روی عصب در VMH ، باعث کاهش میزان جذب غذا می شود و دیت و همکاران (2010) گزارش داده اند که سلول های عصبی NPW-LI و گیرنده های لپتین در این منطقه از مغز متمرکز شده اند . بیان NPW نیز به طور قابل توجهی در OB / OB و db/db موش تنظیم می شود. بنابراین، NPW ممکن است نقش مهمی در متابولیسم تغذیه و انرژی داشته باشد، و به عنوان یک جایگزین برای لپتین عمل کنید ]9[. علاوه بر این، NPW جذب مواد غذایی را از طریق گیرنده ملانوکورتین – 4 کاهش می دهد ، این بیانگر این است که NPW ممکن است نورون ها حاوی POMC را فعال و نورون های حاوی NPY را در ARC مهار کرده به کنترل و تنظیم در تغذیه بپردازد ]9[.
58420241935
شکل 2- 9 ) تصویر شماتیک بر اساس یافته های مطالعات مورفولوژیکی و فیزیولوژیکی تنظیم اشتها در هیپوتالاموس توسط سلول های عصبی NPW و پپتید مرتبط با تغذیه در هیپوتالاموس.]72[
به تازگی، اسکرزبپسکی و همکاران (2012) نشان داده اند که NPB و NPW بیان و ترشح لپتین و رزیستین را تنظیم می کند ، و باعث افزایش لیپولیز چربی در موش می شود]84[ . هنگامی که NPW به موش داده شد، محققان نمی توانستند بالا رفتن فعالیت های حرکتی را شناسایی کنند ، اما افزایش میزان مصرف O2 و افزایش تولید CO2، و همچنین افزایش دمای بدن را مشاهد نمودند ]86[ . جالب توجه است، مندال و همکاران (2006) گزارش کرده اند که سطح NPW جدا شده از سلول های آنترال معده موش در حیوانات که غذا نخورده اند پایین تر است ، و میزان آن در حیواناتی که به آنها غذا داده شد افزایش یافت. در مقابل، GPR7 ( - / - ) موش های ماده فعالیت های پر خوری از خود در مقایسه با موش هایی از نوع وحشی نشان نمی دهند ]87[. علاوه بر این، دان و همکاران (2003) وجود تفاوت بین موش های نر و ماده با توجه به میزان توزیع NPW ارائه داده اند.
2-4-6: عملکرد اندوکرین NPW
مطالعات ایمنوهیستوشیمی نشان داده که GPR7 در PVN، غده هیپوفیز وغدد فوق کلیوی در انسان و موش ]88،79،73،10[، به ویژه درسلول های PVN و هیپوفیز خلفی بیان شده است . با این وجود گزارش نشده است که NPW برای رها سازی دیگر هورمون های هیپوفیز قدامی تاثیر بگذارد. تاثیرات نورواندوکرین NPW به طور مستقیم از طریق GPR7 در سلول های غده هیپوفیز به عنوان واسطه عمل نمی کند ،اما ممکن است به طور غیر مستقیم از طریق کنترل آزاد سازی هورمون هیپوتالاموس و آزاد سازی هورمون محرک قشر غده ی فوق کلیوی عمل کند ]89،73[.
NPW نقش مهمی در پاسخ هیپوتالاموس به استرس ایفا می کند. با این حال، سطوح هورمون رشد در پلاسما بعد از تزریق داخل بطن مغزی این پپتید مهار می شود. این یافته ها نشان می دهد که NPW لیگاند درون زا برای GPR7 و / یا GPR8 است و به عنوان یک میانجی نورواندوکرین عمل می کند ]53،52[.علاوه بر این، تیلور و همکاران (2005) گزارش کرده اند که تزریق NPW محور HPA را فعال می کند، و باعث افزایش در سطح کورتیکوسترون پلاسما در موش های هوشیار می شود. اما باعث تحریک آزادی اکسی توسین و وازوپرسین نمی شود و همچنین در گردش خون محیطی، تغییرات فشار خون و ضربان قلب را نغییر نمی دهد. علاوه بر این، تزریق داخل بطن مغزی آنتاگونیست CRF باعث کاهش قابل توجهی سطح کورتیکوسترون نمی شود، اگر چه قبل از تزریق آنتاگونیست CRF به طور قابل توجهی افزایش مرکزی NPW سطح کورتیکوسترون را کاهش می دهد ]90[.
پرایس و همکاران (2008) گزارش کرده اند که با توجه به اثرات مرکزی NPW از فعال شدن سلول های عصبی سوماتوستاتین کمانی، می تواند بیان هورمون های آزاد کننده هورمون رشد را متوقف کند. این یافته ها نشان می دهد که NPW درون زا ممکن است یک نقش فیزیولوژیک مرتبط در پاسخ نورواندوکرین به استرس در مغز بازی کند]91[.

user8328

مادرم که با محبت و دلگرمی هایش همیشه پشت و پناهم بود
و
خواهران مهربانم که در تمام لحظه های سخت زندگی همراهم بودند
تقدیم می کنم
سپاسگزاری
حال که در سایه الطاف پروردگار یکتا، تحقیق در مورد این پژوهش به اتمام رسیده است، برخود واجب می دانم که از زحمات کلیه کسانی که از آغاز تا به امروز ، مرا راهنمایی نموده اند کمال تشکر و قدردانی را به عمل آورم.
از استاد راهنمای گرامی ام، جناب آقای دکتر امین اله بهاءالدینی به خاطر راهنمایی های بسیار مفیدشان، تشکر می کنم و خیلی خوشحالم که دو سال شاگرد این استاد بزرگوار بودم. همچنین ازاساتید مشاور ارجمندم، جناب آقای دکتر جعفر وطن پرست، جناب آقای دکتر احمدرضا خسروی و جناب آقای دکتر محمودرضا معین به خاطر همه راهنمایی هاشون، تشکر می کنم. از نماینده محترم تحصیلات تکمیلی جناب آقای دکتر مرادشاهی و هم چنین از داور ارزیابی پایان نامه ام، جناب آقای دکتر صادقی هم کمال تشکر را دارم. از کلیه دانشجویان محترم سال های قبل رشته فیزیولوژی جانوری دانشگاه شیراز و هم چنین کلیه کارکنان بخش زیست شناسی دانشکده علوم سپاس گزاری می نمایم.

چکیده
اثر عصاره آبی- الکلی برگ و گل گیاه بومادران شیرازی(Achillea eriophora DC.) بر سیستم قلب و عروق و بررسی تداخل اثر آن با سیستم های کولینرژیک، آدرنرژیک و نیتریک اکساید در موش صحرایی نر
به کوشش:
سهراب انوری حاجی محمدلو
گیاه بومادران شیرازی، گونه بومی جنس بومادران در ایران است. به منظور بررسی اثرات عصاره هیدروالکلی آن بر روی سیستم قلب و عروق و مکانیسم احتمالی آن، تحقیق حاضر به صورت زیر انجام شده است: 55 سر موش صحرایی نر بالغ از نژاد ویستار با محدوده وزنی 250-220 گرم به مدت یک هفته در شرایط نرمال 12 ساعت تاریکی و 12 ساعت روشنایی در حیوان خانه نگهداری شدند. تعداد 15 سر موش برای بررسی اثرات دوز های مختلف عصاره بومادران( دوز های 40، 50، 60، 80 و 100 میلی گرم بر کیلوگرم، 3=n) بر روی فشارخون سرخرگی مورد استفاده قرار گرفتند و تعداد 40 سر موش به منظور بررسی اثرات عصاره(دوز 60 میلی گرم بر کیلوگرم) و حلال عصاره) اتانول 70 درصد) با سیستم های کولینرژیک، آدرنرژیک و نیتررژیک به صورت تصادفی به هشت گروه پنج تایی تقسیم شدند. هر رت به وسیله تزریق داخل صفاقی یورتان بی هوش شد، سپس یک سیاهرگ و یک سرخرگ رانی به ترتیب برای انجام تزریقات و اندازه گیری فشارخون سرخرگی کانوله شدند. فشارخون سرخرگی و ضربان قلب، به وسیله ترانسدیوسر فشار متصل به دستگاه پاورلب ثبت گردید. فشارخون سرخرگی و ضربان قلب، قبل و بعد از تزریق عصاره بومادران(دوز 60 میلی گرم بر کیلوگرم، در گروه یک) و حلال عصاره(در گروه دو) ثبت شد. در گروه سوم (گروه کنترل سیستم کولینرژیک)، پارامترهای بالا قبل و بعد از تزریق آب مقطر(حلال دارو)، استیل کولین و حلال عصاره به همراه استیل کولین ثبت گردید. در گروه چهارم، پارامترها قبل و پس از تزریق آب مقطر، استیل کولین و عصاره به همراه استیل کولین ثبت گردید. در گروه پنجم(گروه کنترل سیستم آدرنرژیک)، پارامترها قبل و پس از تزریق آب مقطر، اپی نفرین و اپی نفرین به همراه حلال عصاره ثبت گردید. در گروه ششم، پارامترها قبل و پس از تزریق آب مقطر، اپی نفرین و اپی نفرین به همراه عصاره بومادران ثبت شد. پارامترها در گروه هفتم(گروه کنترل سیستم نیتررژیک) قبل و پس از تزریق آب مقطر، L-NAME و حلال عصاره و در نهایت در گروه هشتم، پارامترها قبل و پس از تزریق آب مقطر، L-NAME و عصاره ثبت گردید. داده ها به کمک نرم افزار SPSS و با استفاده از آزمون Independent T-test برای بررسی تفاوت های بین گروه ها و آزمون Paired sample T-test برای بررسی تفاوت های بین مراحل مختلف یک گروه با در نظر گرفتنp<0.05 به عنوان سطح معنی دار، مورد تجزیه و تحلیل قرار گرفتند. نتایج نشان داد که تزریق داخل سیاهرگی دوزهای مختلف عصاره بومادران باعث کاهش فشار میانگین سرخرگی در یک روش وابسته به دوز شد. عصاره(دوز 60 میلی گرم بر کیلوگرم) به طور قابل ملاحظه ای فشار میانگین سرخرگی، فشار سیستولی و دیاستولی را کاهش داد، در حالی که حلال هم حجم آن اثر قابل ملاحظه ای بر روی فشارخون سرخرگی نداشت. ضربان قلب در حضور عصاره و حلال آن در مقایسه با حالت پایه خود، تغییر قابل ملاحظه ای نداشت. نتایج کاهش قابل ملاحظه فشار میانگین سرخرگی، فشار سیستولی و فشاردیاستولی و افزایش ضربان قلب را در حضور عصاره به همراه استیل کولین در مقایسه با مرحله تزریق استیل کولین نشان داد. عصاره فشار دیاستولی را در رت هایی که اپی نفرین دریافت کرده بودند کاهش داد، در حالی که ضربان قلب تغییر چشمگیری نداشت. در آخر تزریق داخل وریدی عصاره به طور چشمگیری باعث کاهش فشار میانگین سرخرگی و فشاردیاستولی در رت هایی شد که به آن ها L-NAME تزریق شده بود. می توان نتیجه گرفت که عصاره هیدروالکلی بومادران شیرازی اثر کاهش دهندگی فشار خون دارد و این اثر هم سو با سیستم کولینرژیک و احتمالاً مستقل از سیستم آدرنرژیک است. اثر کاهش فشارخون این گیاه، عمدتاً به خاطر اثرگذاری آن بر عروق و مستقل از سیستم نیتررژیک می باشد.
کلمات کلیدی: عصاره بومادران شیرازی، سیستم کولینرژیک، سیستم آدرنرژیک، سیستم نیتررژیک، فشارخون، موش صحرایی
فهرست مطالب
عنوان صفحه
فصل اول: مقدمه TOC f h z t "عنوان;1"
1-1بومادران21-2-بومادران شیرازی PAGEREF _Toc398906150 h 21-3ترکیبات موجود در گیاهان جنس Achillea PAGEREF _Toc398906151 h 31-4خواص درمانی بومادران PAGEREF _Toc398906152 h 41-5- نقش سیستم نیتررژیک در دستگاه قلب و عروق: PAGEREF _Toc398906158 h 51-6- عوامل تعیین کننده فشار شریانی PAGEREF _Toc398906159 h 71-7- مشخصات عملکرد دستگاه عصبی اتونوم(سیستم سمپاتیک و پاراسمپاتیک) PAGEREF _Toc398906160 h 71-8- نقش سیستم عصبی اتونوم در تنظیم عملکرد گردش خون: PAGEREF _Toc398906162 h 81-9- سیستم عصبی سمپاتیک: PAGEREF _Toc398906163 h 81-10- عصب دهی سمپاتیکی عروق خونی: PAGEREF _Toc398906164 h 81-11- رشته های سمپاتیک قلب: PAGEREF _Toc398906165 h 9فصل دوم:مروری بر تحقیقات پیشین
2-1- مطالعات انجام شده در رابطه با اثرات بومادران PAGEREF _Toc398906167 h 112-2- هدف PAGEREF _Toc398906168 h 15عنوان صفحه
2-3- فرضیات PAGEREF _Toc398906169 h 15فصل سوم: مواد و روش ها
3-1- مواد مورد استفاده PAGEREF _Toc398906170 h 173-2- وسایل مورد استفاده PAGEREF _Toc398906171 h 183-3- روش کار PAGEREF _Toc398906172 h 193-3-1-روش عصاره گیری PAGEREF _Toc398906173 h 213-3-2- چگونگی تهیه و نگهداری موش های صحرایی PAGEREF _Toc398906174 h 213-3-3-گروه بندی موش ها213-3-4- اجزای سیستم ثبت فشار خون PAGEREF _Toc398906176 h 233-4- مراحل انجام آزمایش PAGEREF _Toc398906177 h 243-4-1- چگونگی تجویز دارو PAGEREF _Toc398906178 h 263-5- واکاوی آماری PAGEREF _Toc398906179 h 27فصل چهارم: نتایج
4-1-گراف های ثبت شده با دستگاه PAGEREF _Toc398906180 h 294-2- فشار میانگین سرخرگی در پاسخ به دوز های مختلف عصاره شیرین بیان PAGEREF _Toc398906181 h 314-3- فشار میانگین، فشار سیستولی ، دیاستولی و ضربان قلب در حضور عصاره و حلال عصاره PAGEREF _Toc398906182 h 32عنوان صفحه
4-3-1 مقایسه اثرات عصاره بومادران (دوز 60 میلی گرم بر کیلوگرم) به عنوان گروه آزمایش با اثرات حلال هم حجم عصاره (اتانول 70 درصد) به عنوان گروه کنترل بر روی فشار خون PAGEREF _Toc398906183 h 324-3-2 مقایسه اثرات عصاره بومادران (دوز 60 میلی گرم بر کیلوگرم) به عنوان گروه آزمایش با اثرات حلال هم حجم عصاره (اتانول 70 درصد) به عنوان گروه کنترل بر روی ضربان قلب PAGEREF _Toc398906184 h 334-4- فشار میانگین، فشار سیستولی ، دیاستولی و ضربان قلب در حضور عصاره و حلال عصاره و داروی استیل کولین(دوز 01/0 میلی گرم بر کیلوگرم) PAGEREF _Toc398906185 h 364-4-2- فشار سیستولی در حضور حلال عصاره و استیل کولین PAGEREF _Toc398906186 h 374-4-3- فشار سیستولی در حضور عصاره بومادران و استیل کولین PAGEREF _Toc398906187 h 384 -4-4- فشار دیاستولی در حضور حلال عصاره و استیل کولین PAGEREF _Toc398906188 h 394-4-5- فشار دیاستولی در حضور عصاره بومادران و استیل کولین PAGEREF _Toc398906189 h 404-4-6- فشار میانگین سرخرگی در حضور حلال عصاره و استیل کولین PAGEREF _Toc398906190 h 414-4-7- فشار میانگین سرخرگی در حضور عصاره و استیل کولین PAGEREF _Toc398906191 h 424-4-8- ضربان قلب در حضورحلال عصاره و استیل کولین PAGEREF _Toc398906192 h 444-4-9- ضربان قلب در حضور عصاره بومادران و استیل کولین PAGEREF _Toc398906193 h 454-5- فشار میانگین، فشار سیستولی ، دیاستولی و ضربان قلب در حضور عصاره و حلال عصاره و داروی اپی نفرین(دوز 04/0 میلی گرم بر کیلوگرم) PAGEREF _Toc398906194 h 464-5-2- فشار سیستولی در حضور حلال عصاره و اپی نفرین PAGEREF _Toc398906195 h 474-5-3- فشار سیستولی در حضور عصاره بومادران و اپی نفرین PAGEREF _Toc398906196 h 494-5-4- فشار دیاستولی در حضور حلال عصاره و اپی نفرین PAGEREF _Toc398906197 h 504-5-6- فشار میانگین سرخرگی در حضور حلال عصاره و اپی نفرین PAGEREF _Toc398906198 h 52عنوان صفحه
4-5-7- فشار میانگین سرخرگی در حضور عصاره بومادران و اپی نفرین PAGEREF _Toc398906199 h 534-5-8- ضربان قلب در حضور حلال عصاره و اپی نفرین PAGEREF _Toc398906200 h 544-5-9- ضربان قلب در حضور عصاره بومادران و اپی نفرین PAGEREF _Toc398906201 h 554-6- فشار میانگین و فشار سیستولی و دیاستولی و ضربان قلب در حضور عصاره بومادران، حلال عصاره و داروی L-NAME (دوز 5 میلی گرم بر کیلوگرم) PAGEREF _Toc398906202 h 564-6-2- فشار سیستولی در حضور حلال عصاره و L-NAME PAGEREF _Toc398906203 h 574-6-3- فشار سیستولی در حضور عصاره بومادران و L-NAME PAGEREF _Toc398906204 h 584-6-4- فشار دیاستولی در حضور حلال عصاره و داروی L-NAME PAGEREF _Toc398906205 h 594-6-5- فشار دیاستولی در حضور عصاره و L-NAME PAGEREF _Toc398906206 h 604-6-6-فشار میانگین سرخرگی در حضور حلال عصاره و L-NAME PAGEREF _Toc398906207 h 614-6-7- فشار میانگین سرخرگی در حضور عصاره و L-NAME PAGEREF _Toc398906208 h 624-6-8- ضربان قلب در حضور حلال عصاره و L-NAME PAGEREF _Toc398906209 h 644-6-9-ضربان قلب در حضور عصاره و L-NAME PAGEREF _Toc398906210 h 65 فصل پنجم: بحث و نتیجه گیری
5-1- بررسی اثر عصاره آبی الکلی برگ و گل بومادران شیرازی بر فشار خون(فشار میانگین سرخرگی، فشار سیستولی و دیاستولی) و ضربان قلب PAGEREF _Toc398906212 h 675-2- تداخل اثر عصاره آبی –الکلی برگ و گل بومادران شیرازی با سیتم کولینرژیک در سیستم قلب و عروق موش صحرایی نر PAGEREF _Toc398906213 h 69عنوان صفحه
5-3- تداخل اثر عصاره آبی –الکلی برگ وگل بومادران شیرازی با سیستم آدرنرژیک در سیستم قلب و عروق موش صحرایی نر PAGEREF _Toc398906214 h 705-4- تداخل اثر عصاره آبی –الکلی برگ وگل بومادران شیرازی با سیستم نیتررژیک PAGEREF _Toc398906215 h 725-5- نتیجه گیری PAGEREF _Toc398906216 h 745-6- پیشنهادات PAGEREF _Toc398906217 h 74فهرست منابع PAGEREF _Toc398906218 h 75منابع فارسی PAGEREF _Toc398906219 h 75منابع انگلیسی PAGEREF _Toc398906220 h 76

عنوان صفحه
فهرست جدول ها
TOC h z t "جدول ها;1" جدول 4-1-مقایسه تغییرات فشار (سیستولی، دیاستولی و میانگین) درحالت تزریق حلال عصاره نسبت به حالت پایه در گروه کنترل PAGEREF _Toc398906551 h 32جدول 4-2- مقایسه تغییرات فشار (سیستولی، دیاستولی و میانگین) درحالت تزریق عصاره بومادران نسبت به حالت پایه در گروه آزمایش PAGEREF _Toc398906552 h 33جدول 4-3-مقایسه تغییرات ضربان قلب درحالت تزریق حلال عصاره نسبت به حالت پایه(گروه کنترل) و تزریق عصاره نسبت به حالت پایه(گروه آزمایش) PAGEREF _Toc398906553 h 33جدول4-4 - تغییرات فشار سیستولی در حضور تواًم حلال عصاره(اتانول 70 درصد) و استیل کولین PAGEREF _Toc398906554 h 37جدول 4-5- تغییرات فشار سیستولی در حضور تواًم عصاره بومادران شیرازی و استیل کولین PAGEREF _Toc398906555 h 38جدول4-6- تغییرات فشار دیاستولی در حضور تواًم حلال عصاره(اتانول 70 درصد) و استیل کولین PAGEREF _Toc398906556 h 39جدول4-7- تغییرات فشار دیاستولی در حضور تواًم عصاره بومادران شیرازی و استیل کولین PAGEREF _Toc398906557 h 40جدول4-8-تغییرات فشار میانگین سرخرگی در حضور تواًم حلال عصاره(اتانول 70 درصد) و استیل کولین PAGEREF _Toc398906558 h 41جدول4-9-تغییرات فشار میانگین سرخرگی در حضور تواًم عصاره بومادران شیرازی و استیل کولین PAGEREF _Toc398906559 h 43عنوان صفحه
جدول4-10-تغییرات ضربان قلب در حضور تواًم حلال عصاره(اتانول 70 درصد) و استیل کولین PAGEREF _Toc398906560 h 44جدول4-11- تغییرات ضربان قلب در حضور تواًم عصاره بومادران شیرازی و استیل کولین PAGEREF _Toc398906561 h 45جدول4-12- تغییرات فشار سیستولی در حضور تواًم حلال عصاره(اتانول 70 درصد) و اپی نفرین PAGEREF _Toc398906562 h 48جدول 4-13 - تغییرات فشار سیستولی در حضور تواًم عصاره بومادران شیرازی و اپی نفرین PAGEREF _Toc398906563 h 49جدول4-14- تغییرات فشار دیاستولی در حضور تواًم حلال عصاره(اتانول 70 درصد) و اپی نفرین PAGEREF _Toc398906564 h 50جدول 4-15- تغییرات فشاردیاستولی در حضور تواًم عصاره بومادران شیرازی و اپی نفرین PAGEREF _Toc398906565 h 51جدول4-16- تغییرات فشار میانگین در حضور تواًم حلال عصاره(اتانول 70 درصد) و اپی نفرین PAGEREF _Toc398906566 h 52جدول4-17- تغییرات فشار میانگین در حضور تواًم عصاره و اپی نفرین PAGEREF _Toc398906567 h 53جدول4-18-تغییرات ضربان قلب در حضور تواًم حلال عصاره(اتانول 70 درصد) و اپی نفرین PAGEREF _Toc398906568 h 54جدول4-19-تغییرات ضربان قلب در حضور تواًم عصاره (erio)و اپی نفرین(Epi) PAGEREF _Toc398906569 h 55جدول4-20- تغییرات فشار سیستولی در حضور تواًم حلال عصاره(اتانول 70 درصد) و L-NAME PAGEREF _Toc398906570 h 57جدول4-21- تغییرات فشار سیستولی در حضور تواًم عصاره و L-NAME PAGEREF _Toc398906571 h 58عنوان صفحه
جدول4-22- تغییرات فشار دیاستولی در حضور تواًم حلال عصاره(اتانول 70 درصد) و L-NAME PAGEREF _Toc398906572 h 59جدول4-23- تغییرات فشاردیاستولی در حضور تواًم عصاره و L-NAME PAGEREF _Toc398906573 h 61جدول4-24- تغییرات فشار میانگین سرخرگی در حضور تواًم حلال عصاره(اتانول 70 درصد) و PAGEREF _Toc398906574 h 62L-NAME PAGEREF _Toc398906575 h 62جدول4-25- تغییرات فشارمیانگین سرخرگی در حضور تواًم عصاره و L-NAME PAGEREF _Toc398906576 h 63جدول4-26- تغییرات ضربان قلب در حضور تواًم حلال عصاره(اتانول 70 درصد) و L-NAME PAGEREF _Toc398906577 h 64جدول4-27- تغییرات ضربان قلب در حضور تواًم عصاره و L-NAME PAGEREF _Toc398906578 h 65

فهرست شکل ها
عنوان صفحه
TOC h z t "شکلا;1" شکل 1-1- بومادران شیرازی(Achillea eriophora DC.) PAGEREF _Toc398906078 h 3شکل(1-2) ساختار برخی از فلاوونوئید های موجود در گونه های مختلف جنسAchillea PAGEREF _Toc398906079 h 4شکل 1- 3-سنتز نیتریک اکساید در اندوتلیوم عروق PAGEREF _Toc398906080 h 6شکل 3-1قیف پرکولاتور PAGEREF _Toc398906081 h 20شکل 3-2-روتاری PAGEREF _Toc398906083 h 20شکل 3-3- Freez-dryer PAGEREF _Toc398906084 h 21 شکل 3-4- دستگاه Power lab PAGEREF _Toc398906085 h 24شکل 3-5-تراکئوستومی PAGEREF _Toc398906086 h 25شکل 3-7-اتصال کانول سرخرگی به ترانسدیوسر فشار و نحوه قرار گیری کانول سیاهرگی PAGEREF _Toc398906087 h 26شکل 3-6-کانول گذاری سرخرگ و سیاهرگ رانی PAGEREF _Toc398906088 h 25شکل 4-1-گراف ثبت شده از ABP , Ps , Pd , MAP , HR (به ترتیب از بالا به پایین) در حالت پایه PAGEREF _Toc398906089 h 29شکل 4-2-گراف ثبت شده از ABP , PS , Pd , MAP , HR (به ترتیب از بالا به پایین) در حالت تزریق عصاره PAGEREF _Toc398906090 h 29شکل 4-3-گراف ثبت شده از ABP ,PS, Pd , MAP , HR (به ترتیب از بالا به پایین) در حالت تزریق حلال عصاره(اتانول 70 درصد) PAGEREF _Toc398906091 h 30عنوان صفحه
شکل 4-4- مقایسه میزان افت فشارمیانگین سرخرگی در پاسخ به دوزهای مختلف عصاره بومادران شیرازی نسبت به حالت پایه PAGEREF _Toc398906101 h 31شکل 4-5- تغییرات فشار(سیستولی، دیاستولی ومیانگین) در حالت تزریق حلال عصاره نسبت به حالت پایه PAGEREF _Toc398906102 h 34شکل 4-6- تغییرات فشار(سیستولی، دیاستولی ومیانگین) در حالت تزریق عصاره نسبت به حالت پایه PAGEREF _Toc398906103 h 34شکل 4-7-میزان تغییرات ضربان قلب در حالت تزریق حلال نسبت به سطح پایه PAGEREF _Toc398906104 h 35شکل 4-8-میزان تغییرات ضربان قلب در حالت تزریق عصاره نسبت به سطح پایه PAGEREF _Toc398906105 h 35شکل 4-9-مقایسه میزان فشار میانگین در حالت پایه (B) و حالت کنترل داروی استیل کولین(تزریق آب مقطرW) در دو گروه کنترل و آزمایش PAGEREF _Toc398906106 h 36شکل 4-10-مقایسه میزان تغییرات ضربان قلب در حالت پایه (B) و حالت کنترل داروی استیل کولین(تزریق آب مقطرW) در دو گروه کنترل و آزمایش PAGEREF _Toc398906107 h 37شکل 4-11- تغییرات فشار سیستولی در حضور تواًم حلال عصاره(اتانول 70 درصد) و استیل کولین PAGEREF _Toc398906108 h 38شکل 4-12- تغییرات فشار سیستولی در حضور تواًم عصاره و استیل کولین PAGEREF _Toc398906109 h 39شکل4-13- تغییرات فشار دیاستولی در حضور تواًم حلال عصاره(اتانول 70 درصد) و استیل کولین PAGEREF _Toc398906110 h 40عنوان صفحه
شکل 4-14- تغییرات فشار دیاستولی در حضور تواًم عصاره و استیل کولین PAGEREF _Toc398906111 h 41شکل 4-15- تغییرات فشار میانگین سرخرگی در حضور تواًم حلال عصاره(اتانول 70 درصد) و استیل کولین PAGEREF _Toc398906112 h 42شکل 4-16- تغییرات فشار میانگین سرخرگی در حضور تواًم عصاره و استیل کولین PAGEREF _Toc398906113 h 43شکل 4-17- تغییرات ضربان قلب در حضور تواًم حلال عصاره(اتانول 70 درصد) و استیل کولین PAGEREF _Toc398906114 h 454-18- تغییرات ضربان قلب در حضور تواًم عصاره بومادران و استیل کولین PAGEREF _Toc398906115 h 46شکل 4-19- مقایسه میزان فشار میانگین در حالت پایه (B) و حالت کنترل داروی اپی نفرین(تزریق آب مقطرW) در دو گروه کنترل و آزمایش PAGEREF _Toc398906116 h 47شکل 4-20-مقایسه تغییرات ضربان قلب در حالت پایه (B) و حالت کنترل داروی اپی نفرین(تزریق آب مقطرW) در دو گروه کنترل و آزمایش PAGEREF _Toc398906117 h 47شکل 4-21- تغییرات فشار سیستولی در حضور تواًم حلال عصاره(اتانول 70 درصد) و اپی نفرین PAGEREF _Toc398906118 h 48شکل 4-22- تغییرات فشار سیستولی در حضور تواًم عصاره و اپی نفرین PAGEREF _Toc398906119 h 49شکل 4-23- تغییرات فشار دیاستولی در حضور تواًم حلال عصاره(اتانول 70 درصد) و اپی نفرین(S+Epi) PAGEREF _Toc398906120 h 50شکل 4-24- تغییرات فشار دیاستولی در حضور تواًم عصاره و اپی نفرین PAGEREF _Toc398906121 h 51شکل 4-25- تغییرات فشار میانگین سرخرگی در حضور تواًم حلال عصاره(اتانول 70 درصد) و اپی نفرین(S+Epi) PAGEREF _Toc398906122 h 52شکل 4-26- تغییرات فشار میانگین در حضور تواًم عصاره و اپی نفرین PAGEREF _Toc398906123 h 53عنوان صفحه
شکل 4-27- تغییرات ضربان قلب در حضور تواًم حلال عصاره(اتانول 70 درصد) و اپی نفرین(S+Epi) PAGEREF _Toc398906124 h 54شکل 4-28- تغییرات ضربان قلب در حضور تواًم عصاره و اپی نفرین(erio+Epi) PAGEREF _Toc398906125 h 55شکل 4-29- مقایسه میزان فشار میانگین در حالت پایه (B) و حالت کنترل داروی L-NAME(تزریق آب مقطرW) در دو گروه کنترل و آزمایش PAGEREF _Toc398906126 h 56شکل 4-30- مقایسه تغییرات ضربان قلب در حالت پایه (B) و حالت کنترل داروی L-NAME(تزریق آب مقطرW) در دو گروه کنترل و آزمایش PAGEREF _Toc398906127 h 57شکل 4-31- تغییرات فشار سیستولی در حضور تواًم حلال عصاره و L-NAME PAGEREF _Toc398906128 h 58شکل 4-32- تغییرات فشار سیستولی در حضور تواًم عصاره و L-NAME PAGEREF _Toc398906129 h 59شکل 4-33- تغییرات فشار دیاستولی در حضور تواًم حلال عصاره و L-NAME PAGEREF _Toc398906130 h 60شکل 4-34- تغییرات فشار دیاستولی در حضور تواًم عصاره و L-NAME PAGEREF _Toc398906131 h 61شکل 4-35- تغییرات فشار میانگین سرخرگی در حضور تواًم حلال عصاره و L-NAME PAGEREF _Toc398906132 h 62شکل 4-36- تغییرات فشار میانگین سرخرگی در حضور تواًم عصاره و L-NAME PAGEREF _Toc398906133 h 63شکل 4-37- تغییرات ضربان قلب در حضور تواًم حلال عصاره و L-NAME PAGEREF _Toc398906134 h 64شکل 4-38- تغییرات ضربان قلب در حضور تواًم عصاره و L-NAME PAGEREF _Toc398906135 h 65

فصل اولمقدمه

1-1بومادرانگیاه بومادران متعلق به جنس Achillea L. و تیره Asteraceae می باشد. جنس Achillea در ایران 19 گونه گیاه علفی چندساله و غالبا معطّر دارد. گونه های بومی آن عبارتند از:
A. Aucheri Boiss. A. eriophora DC.A.callichroa Boiss. Boiss. A. talagonica
A. kellalensis Boiss. Rech.f.A. pachycephala
Oxyodonata Bioss.
دیگر گونه های این جنس علاوه بر ایران در عراق، آناتولی، سوریه، قفقاز، لبنان، فلسطین، روسیه مرکزی، ماورای قفقاز، ترکمنستان، افغانستان، آسیای جنوب غربی و آسیای مرکزی نیز می رویند)1(.
بومادران ساقه ای به ارتفاع 20 تا 90 سانتیمتر و حتّی بیشتر دارد. در دشت ها و دامنه های بعضی از نواحی کوهستانی اروپا و آسیا، منجمله ایران به حالت خودرو می روید. برگ های آن عاری از دمبرگ، پوشیده از کرک و منقسم به بریدگی های بسیار باریک است. کاپیتول های کوچک و متعدد آن، وضع مجتمع به صورت گل آذین دیهیم دارد(2).
از کلیه قسمت های این گیاه، بوی قوی استشمام می شود به طوریکه به مجرد دست زدن به اعضاء گیاه، این بو احساس می گردد. قسمت های مورد استفاده این گیاه، سرشاخه های گلدار و برگ آن است که طعم تلخ و بوی قوی دارند(3).
1-2-بومادران شیرازیAchillea eriophora DC. (شکل1 -1)یکی از گیاهان بومی جنس Achillea در ایران می باشد و در زبان فارسی به آن بومادران جنوبی، سرزردو، بومادران شیرازی گفته می شود. پراکندگی این گیاه در استان های جنوبی و در ارتفاع 700 تا 3000 متر می باشد.( Peter et al ,1997)

شکل 1-1- بومادران شیرازی(Achillea eriophora DC.)1-3ترکیبات موجود در گیاهان جنس Achillea با تحقیقات فیتوشیمیایی بر روی گونه های مختلف جنس Achillea مشخص شده که ترکیبات موجود در گیاهان این جنس، از نظر زیستی ترکیبات بسیار فعالی هستند. از ترکیبات مهم موجود در در این گیاهان فلاوونوئیدها(شکل 1-2)، ترپنوییدها، لیگنان ها، مشتقات آمینواسیدی، اسیدهای چرب،آلکامیدها می باشند(Saeidnia et al, 2011).

شکل(1-2) ساختار برخی از فلاوونوئید های موجود در گونه های مختلف جنسAchilleaSaeidnia et al (2011)
1-4خواص درمانی بومادرانبومادران، گیاهی است دارویی و ارزنده که مصرف آن از قرن اول میلادی بین مردم معمول بوده است به طوری که در آن زمان برای برای بند آوردن خون و علاج زخم هایی که با خونروی همراه بوده استفاده می شده و به آن اعتقاد زیاد داشته اند. ضمناً از این گیاه در مراسم سحر و جادو استفاده می کرده اند. در قرون وسطی، بومادران را برای بند آوردن خونروی های بینی، اختلالات قاعدگی، بی خوابی، اختلالات بینایی، وجود خون در ادرار، اخلاط خونی، صرع و غیره به کار می برده اند. استفاده از آن برای مصارف درمانی از این زمان به بعد رو به افزایش یافت به طوری که تدریجاً علاوه بر موارد مذکور، از آن در رفع بیماری هایی نظیر بیماری های کبدی و کلیوی، بواسیر و غیره استفاده می شده است و با آن که در قرن حاضر، تدریجاً استفاده از آن کاهش یافت، با این حال، بررسی های جدید، ضمن تأیید برخی از اثرات درمانی بومادران، جای آن را در ردیف گیاهان دارویی مفید، محفوظ نگهداشت. دم کرده سرشاخه های گلدار بومادران، در رفع گاستریت های حاد و مزمن، رفع نفخ اثر نافع دارد. ضمناً سوء هاضمه های ناشی از نفخ را از بین می برد.
بومادران ، در رفع ترشحات زنانگی، بند آورندن خون، بواسیرهای خونی و اسهال های ساده اثر معالج دارد و چون در این گونه موارد به طور قاطع عمل می کند، اعتقاد مردم به آن در طی قرون متمادی همواره زیاد بوده است. بررسی ها نشان داد که با مصرف بومادران، از ترشحات مخاط رکتوم نیز که موجب پرخونی و تورم ناحیه دردناک بواسیر می شود، جلوگیری می شود. اثر قاعده آور بومادران باعث آن شد که در طی قرون متمادی، مردم از آن پیوسته استفاده کنند و چون با تکرار مصرف آن، اثر سویی در بیمار به وجود نمی آید، از آن برای تنظیم قاعدگی در مواقعی که به صورت ناکافی به وقوع می پیوندد و هم چنین برای جلوگیری از درد و ناراحتی در مواقع اشکال وقوع قاعدگی استفاده می شود. بومادران به علت اثر مدر خود در ازدیاد حجم ادرار و دفع سنگ کلیه نیز موثر است، به علاوه باد شکن و تب بر می باشد(2و3).
1-5- نقش سیستم نیتررژیک در دستگاه قلب و عروق:در سال 1980 ، Furchgott و Zawadski در تحقیقات خود بر روی عروق متوجه شدند که استیل کولین در آئورتی که دارای اندوتلیوم سالم می باشد اثر شل کنندگی دارد. این محققین به این نتیجه رسیدند که استیل کولین سبب تحریک آزاد شدن ماده ای از اندوتلیوم می گردد که باعث اتساع عروقی می شود و آن ها این ماده را ، فاکتور متسع کننده ی مشتق شده از اندوتلیوم (EDRF) نامیدند. چند سال بعد محققینی دیگر متوجه شدند که این ماده که باعث اتساع عروقی می شود همان گاز NO (نیتریک اکساید) است که این مولکول ، یکی از مهمترین مولکول ها در فیزیولوژی پستانداران است. در سلول های پستانداران، NO از آمینواسید L-arginine تولید می شود که از اکسید شدن این آمینواسید، L-Citruline و گاز NO تولید می شود(شکل 1-3). این واکنش به وسیله آنزیم های خانواده NOS کاتالیز می شود که تا به حال سه ایزوفرم از آن شناسایی شده است. نیتریک اکساید به عنوان یک مولکول سیگنالینگ در سیستم های قلب و عروق ودستگاه عصبی عمل می کند و در سیستم ایمنی و بهبود زخم هم نقش دارد. در سیستم قلب و عروق، NO عمدتا از سلول های اندوتلیال عروق و به میزان کمتری توسط پلاکت ها تولید می شود و مهمترین عملکرد آن خاصیت Vasodilation آن است. این مولکول همچنین از تجمع پلاکت ها و تکثیر بیش از حد سلول های اندوتلیال عروق جلوگیری می کند. از ایزوفرم های مختلف آنزیم NOS ، ایزوفرم eNOS در سلول های اندوتلیالی وجود دارد که با افزایش غلظت کمپلکس کلسیم-کالمودولین و فعال سازی آنزیم eNOS باعث تولید نیتریک اکساید می شود. نیتریک اکساید بسیاری از اثرات خود را بر روی مولکول هدف از طریق گوانیلیل سیکلاز(sGC) اعمال می کند که این آنزیم باعث تبدیل GTP به cGMP می شود که مهمترین پیام بر ثانویه داخل سلولی برای NO است که cGMP باعث فعال ساز ی پروتئین کیناز G) (PK می شود که این پروتئین کیناز باعث کاهش غلظت کلسیم داخل سلولی می شود که این باعث کاهش فسفریلاسیون وابسته به کلسیم زنجیره سبک میوزین می شود و در نهایت موجب ریلکس شدن عروق و افزایش جریان خون در این عروق می شود
(Queen and Ferro, 2006)و(Chunying LI et al, 2005) و(Robert W et al, 2001) .

شکل 1- 3-سنتز نیتریک اکساید در اندوتلیوم عروقDavid C. Gaze(2012)

1-6- عوامل تعیین کننده فشار شریانیفشار شریانی را می توان به صورت فشار متوسط شریانی تعریف کرد که میانگین فشار در طول زمان است و یا می توان به صورت فشار سیستولی(فشار حداکثر) و فشار دیاستولی(فشار حداقل) در سیکل قلبی تعریف کرد. اختلاف بین فشار سیستولی و دیاستولی را فشار نبض((Pulse pressure گویند. عوامل تعیین کننده ی فشار خون شریانی به دو دسته عوامل فیزیکی و فیزیولوژیکی تقسیم می شوند. دو عامل فیزیکی عبارتند از: حجم مایع(یعنی حجم خون) در سیستم شریانی و ویژگی های ارتجاعی سیستم(کمپلیانس). عوامل فیزیولوژیکی شامل برون ده قلب( که برابر است با ضربان قلب ضربدر حجم ضربه ای) و مقامت محیطی می شود(برن ولوی،2011) و(Khan and Gilani, 2011)
1-7- مشخصات عملکرد دستگاه عصبی اتونوم(سیستم سمپاتیک و پاراسمپاتیک)فیبرهای عصبی سمپاتیک وپاراسمپاتیک یکی از دوماده ی میانجی سیناپسی استیل کولین یا نوراپی نفرین را ترشح می کنند. فیبرهای ترشح کننده استیل کولین را کولینرژیک می نامند و فیبرهای ترشح کننده نوراپی نفرین را آدرنرژیک می گویند که مشتق از آدرنالین یعنی معادل اپی نفرین است(گایتون هال،2011).
نورون هایی که کولینرژیک هستند عبارتند از:1-کلیه نورون های پیش عقده ای، 2-نورون های پس عقده ای پاراسمپاتیک، 3-نورون پس عقده ای سمپاتیک که به غدد عرق عصب می دهند و 4- نورون های سمپاتیک که روی عروق خونی عضلات مخطط ختم شده و هنگام تحریک موجب اتساع عروقی می شوند. باقیمانده نورون های پس عقده ای سمپاتیک نورآدرنرژیک هستند. قسمت مرکزی غده فوق کلیوی در اصل یک عقده سمپاتیک است که در آن سلول های پس عقده ای آکسون های خود را از دست داده و مستقیما نوراپی نفرین، اپی نفرین و مقداری دوپامین را به داخل جریان خون ترشح می کنند. نتیجتا نورون های پیش عقده ای کولینرژیکی که به این سلول ها می روند به صورت اعصاب حرکتی ترشحی این غده درآمده اند.
معمولا هیچ گونه استیل کولینی در گردش خون وجود ندارد و اثرات تخلیه کولینرژیک موضعی به علت غلظت زیاد استیل کولین استراز در انتهاهای عصبی کولینرژیک عموماً محدود، مجزا و کوتاه مدت است. نوراپی نفرین تا مسافت های دورتری انتشار می یابدو عمل طولانی تری از استیل کولین دارد(گانونگ 2010).
1-8- نقش سیستم عصبی اتونوم در تنظیم عملکرد گردش خون:مهمترین قسمت سیستم عصبی خودکار در تنظیم عملکرد گردش خون، سیستم عصبی سمپاتیک است. سیستم عصبی پاراسمپاتیک نیز به خصوص در تنظیم عملکرد قلب نقش دارد.
1-9- سیستم عصبی سمپاتیک:رشته های عصبی وازوموتور سمپاتیک از طریق کلیه ی اعصاب نخاعی توراسیک و اولین یا دومین اعصاب نخاعی کمری از نخاع خارج می شوند. سپس این رشته ها وارد زنجیره سمپاتیک می شوند که در دو طرف ستون مهره ها واقع شده اند. پس از این، رشته های سمپاتیک از دو طریق روی گردش خون اثر می گذارند: 1) از طریق اعصاب سمپاتیک که عمدتا عروق احشای داخلی و قلب را تغذیه می کنند 2) با ورود به بخش محیطی اعصاب نخاعی که به عروق محیطی می روند(گایتون هال، 2011) و (Lin et al, 2003)
1-10- عصب دهی سمپاتیکی عروق خونی:در اکثر بافت ها تمام عروق به جز مویرگ ها، توسط این رشته ها عصب دهی می شوند. اسفنگترهای پیش مویرگی و متارتریول ها در برخی از بافت ها از جمله عروق خونی مزانتر عصب دهی می شوند. با این وجود، عصب دهی سمپاتیکی آن ها بسیار کمتر از شریان ها، شریانچه ها و وریدها می باشد. عصب دهی شریان های کوچک و شریانچه ها این امکان را فراهم می آورد که با تحریک سیستم سمپاتیک مقاومت عروقی در مقابل جریان خون افزایش یافته و در نتیجه سرعت جریان خون بافتی کاهش یابد. عصب دهی عروق بزرگ، به خصوص وریدها، باعث می شود که در موارد تحریک سمپاتیکی، حجم این عروق کاهش یابد. این رخداد موجب می شود که خون به سمت قلب فرستاده شود و بنابراین نقش مهمی در تنظیم عملکرد پمپی قلب داردگایتون هال، 2011) و (Paul and Levy, 1980).
1-11- رشته های سمپاتیک قلب:علاوه بر رشته های سمپاتیکی که عروق خونی را تغذیه می کنند، رشته های عصبی سمپاتیک به طور مستقیم نیز به قلب می روند. تحریک سمپاتیک به طور مشخص فعالیت قلب را افزایش می دهد و این اثر هم از طریق افزایش سرعت ضربان قلب و هم با افزایش قدرت قلب و حجم خون پمپ شده اعمال می شود (L.R.Queen, and A. Ferro, ).
TOC h z t "عنوان;1"

فصل دوم
مروری بر مطالعات پیشین
2-1- مطالعات انجام شده در رابطه با اثرات بومادراندر تحقیقی مکانیسم کاهش فشار خون توسط عصاره های هیدرواتانولی و دی کلرومتانی و اتیل استاتی و بوتانولی و دی کلرومتان-2 و همچنین فلاوونوئید Ar--etin استخراجی از گیاه Achillea millefolium بررسی شده است. در این تحقیق مصرف خوراکی عصاره های هیدرواتانولی و دی کلرومتانی و دی کلرومتان-2 به طور قابل ملاحظه ای فشار میانگین سرخرگی را در موش های با فشار نرمال کاهش داد. آنالیز فیتوشیمیایی این عصاره ها، وجود مقدار زیادی Ar--etin را در این عصاره ها نشان داد که بعد از جداسازی این فلاوونوئید ، هم به صورت خوراکی و هم تزریق داخل وریدی بر روی موش اثر داده شد و در یک روش وابسته به دوز فشار میانگین سرخرگی را کاهش داد. نتایج این آزمایش نشان داد که اثر کاهش فشار خون توسط Achillea millefolium ممکن است بخشی از آن به خاطر وجود میزان بالای فلاوونوئید Ar--etin و توانایی آن در کاهش تولید آنژیوتنسین ΙΙدر شرایط in vivo از طریق ممانعت از عملکرد آنزیم ACE باشد(Desoza et al,2011).
در تحقیقی اثر کاهش فشار خون گیاه Achillea millefolium و هم چنین عملکردهای ممانعتی آن بر روی قلب و عروق و اثر گشادکنندگی آن بر روی نای مشخص شده است. نتایج این پژوهش استفاده دارویی از این گیاه برای درمان بیماری های قلب و عروق و دستگاه تنفسی مثل فشار خون بالا و آسم را نشان داد (Khan et al, 2o11).
محققی به نام Dallacqueو همکاران (2011)، اثرات عصاره ی A. millefolium بر فعالیت Vasoprotective را در شرایط in vitro بررسی کردند. در این تحقیق عصاره این گیاه باعث افزایش رشد سلول های اولیه ی ماهیچه ی صاف عروق در رت گردید. همچنین در این تحقیق اثر عصاره این گیاه بر روی مسیر NF-KB در سلول های اندوتلیال ورید نافی انسان بررسی شد. نتایج نشان داد که عصاره با اثر ممانعتی بر روی NF-KB می تواند از التهاب عروقی جلوگیری کند. یافته های این محققین، استفاده سنتی از این گیاه بر روی بیماری های قلب و عروق را تاییدکرد.
نیازمند وهمکاران (2011)، در تحقیقی اثر عصاره آبی-اتانولی A. wilhelmsiiرا بر روی فشارخون در خرگوش بررسی کردند. نتایج این تحقیق نشان داد که عصاره این گونه به طور قابل ملاحظه ای باعث کاهش فشارخون شد. به گفته این محققین اثرکاهش دهندگی فشارخون عصاره این گیاه ممکن است بخاطر cardiac depressant و یا اثرات گشادکنندگی عروق باشد.
عسگری و همکاران در سال ( 2000 ) اثرات گیاه Achillea wilhelmsii را بر روی فشار خون و ضد چربی خون بررسی کردند. در این مطالعه به صورت تصادفی 120 نفر زن و مرد در سنین بین 60-40 سال انتخاب شدند و به آن ها روزی دو بار و هر مرتبه 20-15 قطره از عصاره ی هیدروالکلی گیاه Achillea wilhelmsii داده شد و این درمان به مدت بیش از شش ماه ادامه داشت. فشار خون و لیپیدهای سرمی (کلسترول ،تری گلیسرید ، LDL، HDL) در طی دو ماه در سه مرحله اندازه گیری شد. نتایج، کاهش قابل ملاحظه ای در میزان تری گلیسریدها، بعد از دو ماه نشان داد، در حالی که کاهش قابل ملاحظه در میزان تری گلیسرید ها، کلسترول(Totalcholesterol) و LDL cholesterol بعد از چهار ماه دیده شد. میزان HDL-cholesterol به طور قابل ملاحظه ای بعد از شش ماه درمان افزایش یافت. کاهش قابل ملاحظه ای در فشار دیاستولی و فشار سیستولی به ترتیب بعد از دو و شش ماه دیده شد.
بومادران (Achillea millefolium) به طور مؤثر می تواند لایه موکوسی معده را محافظت کند و از ترشح اسید معده جلوگیری کند. در تحقیقی عصاره آبی برگ های این گونه از جنس Achillea باعث محافظت از لایه موکوسی معده در مقابل عمل نکروزی مستقیم اتانول شده که این اتانول می تواند باعث آسیب به لایه موکوسی معده از طریق تخریب لایه ژلاتینی متشکله از موکوس و بی کربنات سطح داخلی معده شود که این لایه ژلاتینی از زخم شدن معده جلوگیری می کند. تحریک رسپتورهای موسکارینی M3 سلول های جداری، افزایش سطوح پپتیدهای تنظیمی معده ای، تحریک هیستامین و کاهش میزان جریان خون لایه موکوسی معده، باعث افزایش میزان ترشح معده و کاهش فاکتورهای حفاظتی معده می شود. عصاره این گونه از بومادران، باعث کاهش حجم و اسیدیته شیره معده شد که احتمالاً عصاره با بلاک کردن رسپتورهای موجود در سلول های جداری(M3، رسپتور هیستامینی H2 و رسپتور گاسترینی cckb) باعث این نقش حفاظتی مهم شده است(Baggio et al,2002)
بومادران (Achillea wilhelmsii) باعث تحریک سیستم ایمنی می شود. در مطالعه ای که بر روی موش انجام شد، عصاره آبی این گونه از جنس Achillea باعث تحریک ایمنی سلولی و ایمنی هومورال شدکه این فعالیت می تواند به خاطر حضور فلاوونوئید ها یا ساپونین ها باشد که این ها از طریق تحریک ماکروفاژها و لنفوسیت های B باعث افزایش تولید آنتی بادی و در نتیجه تقویت سیستم ایمنی می شوند(Sharififar et al, 2009).
در طب سنتی از گونه های جنس Achillea برای فرآیند بهبود زخم استفاده می شود. در تحقیقی برای تایید این موضوع از عصاره های یکی از گونه های بومی این جنس در ترکیه به نام Achillea biebersteinii بر روی دو مدل زخم سطحی و عمقی در رت استفاده شد و عصاره های مختلف این گیاه، باعث تسریع فرآیند بهبود زخم شدند و عصاره –n هگزانی این گیاه دارای اثراتی مشابه داروی Madecassol بود که این دارو برای بهبود زخم استفاده می شود. موقعی که یک زخم ایجاد می شود و در معرض محیط خارجی قرار می گیرد احتمال آن وجود دارد که به وسیله میکروب ها مورد تهاجم قرار گیرد که باعث تاخیر در فرآیند بهبود زخم می شوند. علاوه بر این حضور میکروب ها در محل زخم باعث تجمع ماکروفاژها و نوتروفیل ها در آن ناحیه می شوند که این ها باعث تولید ROS می شوند که اگر میزان ROS تولیدی زیاد باشد می تواند باعث القاء آسیب بافتی شدید شود که این هم مانعی برای فرآیند بهبود زخم است. عصاره این گیاه دارای پتانسیل آنتی اکسیدانی و فعالیت ضد میکروبی می باشد که از این طریق می تواند به عنوان یک دارویی مفید برای تسریع در فرآیند بهبود زخم باشد(Akkol et al, 2009).
بومادران دارای فعالیت ضد میکروبی نیز می باشد. در پژّوهشی در شرایط In vitro عصاره اتانولی و روغن فرار Achillea eriophora مانع رشد میکروارگانیسم های بیماریزا شد.در این تحقیق مشخص شد کهStaphylococcus aureus نسبت به روغن فرار Achillea eriophora بسیار حساس است. روغن فرار این گیاه در غلظت های مختلف از رشد میکروب های دیگری مثل Aspergillus niger، Bacillus subtilis، Candida albicans، Pseudomonas aeruginosa، Escherchia coli جلوگیری کرد. بنابراین از این گیاه می توان بر ضد میکروب های فرصت طلبی که باعث بیماریهای دستگاه تنفسی مثل سرماخوردگی می شوند استفاده کرد. همچنین از روغن فرار Achillea eriophoraمی توان به عنوان ضدمیکروب طبیعی و نگهدارنده و محافظت کننده غذایی با خطر کم استفاده کرد (Ghasemi et al, 2008).
گونه های جنس Achillea از التهاب ایجاد شده در اثر عفونت و آسیب نیز جلوگیری می کنند. در تحقیقی از لیپوپلی ساکارید) (LPSجدا شده از دیواره سلولی باکتری های گرم منفی برای فعال کردن ماکروفاژهای RAW264.7 موش در محیط کشت استفاده شد و با فعالیت ماکروفاژها تعداد زیادی واسطه های التهابی مثل NO، COX-2، TNF-α و IL-6تولید شد که روغن فرار گونه Achilleamillefolium L. با کاهش این عوامل التهابی، از پیشرفت پاسخ التهابی در این ماکروفاژها جلوگیری کرد(Chou et al, 2013).
گیاهان جنس Achillea باعث کاهش التهاب عصبی می شوند که این التهاب عصبی، نقش مهمی در پیشرفت بیماری هایی مثل پارکینسون و آلزایمر دارد و در این فرآیند تحریک زیاد سلول های میکروگلیال نقش دارد و با تولید واسطه های التهابی اولیه مثل سایتوکاین ها، MMP(matrixmetallo proteinases) و ROS و NO باعث مرگ سلول های عصبی می شوند. در تحقیقی عصاره Achillea fragrantissima از تولید بیش از حد واسطه های التهابی توسط سلول های میکروگلیال موش در محیط کشت جلوگیری کرد. بنابراین می تواند برای کنترل بیماری های تخریب نورونی در نظر گرفته شود . (Elmann et al, 2011)
بومادران (Achillea millefolium) اثر حفاظتی روی کبد دارد. در تحقیقی از (D-GalN) D-galactosamine و لیپوپلی ساکارید(LPS) برای القاء آسیب کبدی در موش استفاده شد و این آسیب با اندازه گیری میزان آلانین آمینوترانسفراز(ALT) و آسپارتات آمینوترانسفراز (AST) پلاسما تایید شد. عصاره آبی-متانولی این گونه از بومادران به طور قابل ملاحظه ای میزان ALT و AST را در موش هایی که با این گیاه تحت درمان قرار گرفته بودند کاهش داد واین اثر محافظتی بومادران روی کبد با مشاهدات بافت شناسی نیز تایید شد. (Sheikh Yaeesh et al, 2006)
2-2- هدفاز آن جایی که یکی از گونه های جنس Achillea به نام A. eriophora بومی استان فارس و استان های هم جوار می باشد و با توجه به گزارشاتی که در خصوص اثرات متعدد و متنوع این گیاه موجود است، در تحقیق حاضر بررسی اثر آن بر بعضی از پارامترهای قلب و عروق مد نظر است.
2-3- فرضیاتعصاره آبی الکلی این گونه از بومادران موجب تغییراتی در فشار خون و پاسخ دهی آن به سیستم های کولینرژیک، آدرنرژیک و سیستم نیتریک اکساید می شود.
فصل سوممواد و روش ها
3-1- مواد مورد استفادهعصاره آبی الکلی برگ و گل بومادران شیرازی
موش صحرایی نر بالغ نژاد ویستار
غذای موش(خریداری شده از شرکت جوانه خراسان)
ماده بیهوشی (Urethane) ساخت شرکت SIGMA
دی اتیل اتر
اتانول 70 درصد
آب مقطر
کاغذ صافی
سرنگ انسولینی، 5 و 10 سی سی با نیدل G23
سرم فیزیولوژیک
نرمال سالین
هپارین
استیل کولین(Acetylcholine hydrochloride) (تهیه شده از از شرکت Merk آلمان)
اپی نفرین( ساخت شرکت دارو پخش ایران)
داروی ممانعت کننده آنزیم نیتریک اکساید سنتتاز(L-NAME) (ساخت شرکت SIGMA-ALDRCH آلمان)
3-2- وسایل مورد استفادهوسایل تشریح( قیچی جراحی چشم، قیچی معمولی، تشتک تشریح، پنس، کلمپ، Moser)
میکروسکوپ
کانول پلی اتیلن PE 50
سمپلر
وسایل شیشه ای شامل بشر، پیپت، استوانه مدرج،لوله آزمایش
لوله آزمایش
قفس نگهداری حیوان
میز جراحی
یخچال فریزر 20-
ترازو
فشار سنج جیوه ای
ترمومتر مقعدی
کامپیوتر و نرم افزلر chart
دستگاه Power lab مجهز به Pressure transducer، Bridge amplifier
3-3- روش کار
3-3-1- روش عصاره گیریدر ابتدا گیاه بومادران شیرازی از ارتفاعات اطراف باغ ارم شیراز از ارتفاع حدود 1500 متر در ماه خرداد جمع آوری گردید و فوراً علف های هرز و قسمت های غیرقابل استفاده گیاه جدا شد و با انتقال به دانشکده علوم توسط استاد گیاه شناسی دانشکده علوم دانشگاه شیراز، مورد شناسایی علمی قرار گرفت. سپس گیاه جمع آوری شده سالم در محیط سایه و بدون رطوبت خشک گردید. پس از خشک شدن به دانشکده داروسازی دانشگاه علوم پزشکی شیراز منتقل شد و زیر نظر متخصص فارماکوگنوزی به روش پرکولاتور عصاره گیری انجام شد.
ابتدا گل ها و برگ ها از قسمت ساقه جدا شدند و توسط دستگاه آسیاب به پودر تبدیل شدند و وزن پودر یادداشت شد. در سوراخ انتهای قیف پرکولاتور(شکل 3-1) مقداری پنبه طوری قرار داده شد که سوراخ آن کاملا مسدود شود. بعد روی آن پودر گیاه ریخته شد و روی پودر هم یک تکه کاغذ صافی قرار داده شد و روی کاغذ صافی هم وزنه ای قرار داده شد. سپس به میزان کافی اتانول 70 در صد ( 73 میلی لیتر اتانول 96درصد و 27 میلی لیتر آب مقطر) به پودر اضافه شد تا فضای بین پودر بومادران را پرکند و به طور کامل حلال روی پودر قرار گیرد. به محض نفوذ حلال به داخل پودر، دوباره مقداری از اتانول 70 درصد استفاده می شد. دور قیف پرکولاتور و هم چنین روی آن با فویل آلومینیومی پوشانده شد و در زیر قیف هم ظرفی تیره قرار می گرفت که رنگ تیره این ظرف مانع از تاثیر مضر نور بر روی عصاره می شد. روی ظرف هم قیفی قرار داده شد که عصاره خارج شده از قیف به داخل ظرف هدایت شود. حدود 67 ساعت طول کشید تا بومادران به روش پرکولاتور عصاره گیری شود. در طول این مدت با پایین آمدن سطح حلال، به میزان کافی اتانول 70 اضافه می شد و میزان آن هم یادداشت می شد. بعد از آن عصاره رقیق توسط دستگاه روتاری(شکل3-2) تا حد ممکن تغلیظ گردید. به خاطر عدم تبخیر کامل حلال، با نظر استاد فارماکوگنوزی فرآیند تغلیظ عصاره توسط روتاری متوقف شد و ادامه کار توسط دستگاه Freez dryer(شکل 3-3) انجام شد. عصاره در یک بالن کوچک مخصوص ریخته شد و در دستگاه قرار داده شد و دور بالن هم توسط فویل آلومینیومی پوشانده شد. حدود 48 ساعت طول کشید تا عصاره توسط دستگاه Freez dryer در دمای 49- درجه سانتیگراد به حالت پودری تبدیل شود. میزان پودر گل و برگ بومادران 146.66 گرم بود و در نهایت 24 گرم عصاره به دست آمد و راندمان این فرآیند عصاره گیری %16.36بود.
130238581915
شکل 3-1 قیف پرکولاتور
شکل 3-2-روتاری
شکل 3-3- Freez-dryer3-3-2-چگونگی تهیه و نگهداری موش های صحرایی
تعداد 55 سر موش صحرایی نر بالغ از نژاد ویستار با محدوده وزنی 250-220 گرم از موسسه رازی شیراز خریداری و به اتاق حیوانات بخش زیست شناسی دانشکده علوم منتقل گردید. رت ها به مدت یک هفته در شرایط کنترل شده نور (12 ساعت روشنایی و 12 ساعت تاریکی) و درجه حرارت حدود 22 درجه سانتی گراد نگهداری می شدند. در طول مدت نگهداری، غذا و آب به اندازه کافی در اختیار آن ها قرار می گرفت تا به این وسیله از سلامت کامل آن ها مطمئن شویم.
3-3-3-گروه بندی موشهاابتدا بر روی 15 موش اثرات دوز های مختلف محلول عصاره بررسی شد و دوز موثر انتخاب شد. سپس برای بررسی اثرات عصاره و حلال هم حجم آن از 10 سر موش استفاده شد که به صورت تصادفی در دو گروه کنترل(بررسی اثرات حلال)و گروه آزمایش(بررسی اثرات عصاره) قرار می گرفتند.
برای بررسی تداخل اثر عصاره و حلال با سیستم های کولینرژیک، آدرنرژیک و نیتررژیک 30 رت به صورت تصادفی به شش گروه پنج تایی تقسیم شدند:
1- گروهی که به آن ها حلال هم حجم عصاره(اتانول 70%) و داروی استیل کولین تزریق شد. در این گروه، حالت پایه، حالتی بود که موش ها فقط سرم فیزیولوژیک دریافت می کردند. بعد از سی دقیقه ثبت نرمال به حیوان آب مقطر به عنوان حلال استیل کولین تزریق شد و ده دقیقه پارامترها ثبت گردید. بعد از این مرحله به حیوان استیل کولین تزریق شد و چهل و پنج دقیقه ثبت گرفته شد و در مرحله آخر استیل کولین به همراه اتانول 70 درصد تزریق شد و باز هم به مدت چهل و پنج دقیقه ثبت گرفته شد.
2- گروهی که به آن ها عصاره (mg/kg60) و داروی استیل کولین تزریق شد. در این گروه، حالت پایه، حالتی بود که موش ها فقط سرم فیزیولوژیک دریافت می کردند. بعد از سی دقیقه ثبت نرمال به حیوان آب مقطر به عنوان حلال استیل کولین تزریق شد و ده دقیقه پارامترها ثبت گردید. بعد از این مرحله به حیوان استیل کولین تزریق شد و چهل و پنج دقیقه ثبت گرفته شد و در مرحله آخر استیل کولین به همراه عصاره بومادران تزریق شد و باز هم به مدت چهل و پنج دقیقه ثبت گرفته شد.
3- گروهی که به آن ها حلال هم حجم عصاره(اتانول 70%) و داروی اپی نفرین تزریق شد. در این گروه، حالت پایه، حالتی بود که موش ها فقط سرم فیزیولوژیک دریافت می کردند. بعد از سی دقیقه ثبت نرمال به حیوان آب مقطر به عنوان حلال اپی نفرین تزریق شد و ده دقیقه پارامترها ثبت گردید. بعد از این مرحله به حیوان اپی نفرین تزریق شد و چهل و پنج دقیقه ثبت گرفته شد و در مرحله آخر اپی نفرین به همراه اتانول 70 درصد تزریق شد و باز هم به مدت چهل و پنج دقیقه ثبت گرفته شد.


4- گروهی که به آن ها عصاره (mg/kg60) و داروی اپی نفرین تزریق شد. در این گروه، حالت پایه، حالتی بود که موش ها فقط سرم فیزیولوژیک دریافت می کردند. بعد از سی دقیقه ثبت نرمال به حیوان آب مقطر به عنوان حلال اپی نفرین تزریق شد و ده دقیقه پارامترها ثبت گردید. بعد از این مرحله به حیوان اپی نفرین تزریق شد و چهل و پنج دقیقه ثبت گرفته شد و در مرحله آخر اپی نفرین به همراه عصاره بومادران تزریق شد و باز هم به مدت چهل و پنج دقیقه ثبت گرفته شد.
5- گروهی که اتانول 70درصد و L-NAME دریافت می کردند که در این گروه، حالت پایه فقط سرم فیزیولوژیک دریافت می کردند. بعد از سی دقیقه ثبت نرمال به حیوان آب مقطر به عنوان حلال L-NAME تزریق شد و ده دقیقه پارامترها ثبت گردید. بعد از این مرحله به حیوان محلول L-NAME تزریق شد و چهل و پنج دقیقه ثبت گرفته شد. با توجه به اینکه حدود 20 دقیقه لازم بود که اثرات این دارو کاملا ظاهر شود و پارامترهای قلبی عروقی در یک سطح حدودا ثابتی قرار گیرند، در بررسی نتایج اعداد مربوط به 20 دقیقه اول در نظر گرفته نشد. در مرحله آخر اتانول 70 درصد تزریق شد و باز هم به مدت چهل و پنج دقیقه ثبت گرفته شد.
6- گروهی که عصاره و L-NAME دریافت می کردند که در این گرو، حالت پایه فقط سرم فیزیولوژیک دریافت می کردند. بعد از سی دقیقه ثبت نرمال به حیوان آب مقطر به عنوان حلال L-NAME تزریق شد و ده دقیقه پارامترها ثبت گردید. بعد از این مرحله به حیوان محلول L-NAME تزریق شد و چهل و پنج دقیقه ثبت گرفته شد. بعد از آن عصاره تزریق شد و چهل و پنج دقیقه ثبت گرقته شد. در این گروه نیز اعداد مربوط به 20 دقیقه اول در مرحله تزریق L-NAME در نظر گرفته نشد.
3-3-4- اجزای سیستم ثبت فشار خون
در این تحقیق، فشار خون و پارامترهای مربوط به آن توسط Pressure transducer ثبت می گردید. این ترانسدیوسر به یک Bridge amplifier که عملکرد آن تقویت سیگنال و فیلتر نمودن نویزهاست متصل می شد. بریج امپلی فایر به Recorder متصل می شد و نتایج ثبت شده بر روی مانیتور مشخص می شد(شکل 3-4).
Bridge amplifier
Recorder

شکل 3-4- دستگاه Power lab
3-4- مراحل انجام آزمایشدوازده ساعت قبل از بیهوش کردن موش ها، غذای آن ها قطع می شد ولی به آب دسترسی داشتند. بعد از دوازده ساعت، ابتدا به وسیله تزریق داخل صفاقی Urethane( دوزg/kg2/1(، حیوان بی هوش شده و سپس برای جلوگیری از آسپیره شدن و خفگی در زمان بی هوشی، تراکئوستومی(شکل 3-5) انجام شده و نای حیوان کانوله می گردید. برای دسترسی به عروق فمورال، برش کوچکی در سطح داخلی ران ایجاد کرده و با پنس مجرای این برش باز و گشاد می شد. سپس با استفاده از قیچی چشم پزشکی سرخرگ و سیاهرگ رانی را شکاف داده و کانول گذاری می شد(شکل 3-6). از کانول سیاهرگی برای انجام تزریقات در حین آزمایش استفاده می شد و کانول سرخرگی به دستگاه پاورلب وصل شده که از این طریق فشار میانگین سرخرگی، فشار سیستول، فشار دیاستول و ضربان قلب ثبت می گردید(شکل 3-7). در کل زمان آزمایش، سرم فیزیولوژیک به مقدار 1/ . سی سی در هر ده دقیقه از طزیق کانول سیاهرگی به حیوان تزریق می شد و دمای بدن حیوان در محدوده 37 درجه سانتیگراد کنترل می گردید.

شکل 3-5-تراکئوستومی
113792016510

شکل 3-6-کانول گذاری سرخرگ و سیاهرگ رانی

شکل 3-7-اتصال کانول سرخرگی به ترانسدیوسر فشار و نحوه قرار گیری کانول سیاهرگی3-4-1- چگونگی تجویز داروپس از این که سرخرگ و ورید رانی موش کانول گذاری شد، مدت یک ساعت به موش برای به تعادل رسیدن پس از جراحی استراحت داده می شد و بعد از آن به مدت سی دقیقه پارامترهای قلبی عروقی ثبت گردید. بعد از ثبت نرمال در گروه های مختلف، با استفاده از داروهای مقلد کولینرژیک، آدرنرژیک و مهارگر آنزیم نیتریک اکساید سنتاز، چگونگی اثر گذاری آن ها و تداخل اثرشان با عصاره بومادران مورد مطالعه قرار گرفت. تمامی تزریقات به صورت داخل وریدی و از طریق کانول سیاهرگی انجام شد. برای تعیین دوز موثر عصاره، پس از تهیه محلول mg/ml 200 (200 میلی گرم عصاره در یک میلی لیتر اتانول 70)، دوزهای 40،50، 60، 80 و100میلی گرم بر کیلوگرم مورد بررسی قرار گرفتند که بهترین و بیشترین پاسخ با دوز 60 میلی گرم بر کیلوگرم مشاهده گردید. بعد از تعیین دوز mg/kg 60 به عنوان دوز موثر، تداخل اثر این دوز از عصاره بومادران شیرازی و حلال هم حجم آن (اتانول 70 درصد) با سیستم های کولینرژیک، آدرنرژیک و نیتریک اکساید مورد بررسی قرار گرفت. برای تهیه محلول تمامی داروها از آب مقطر استفاده شد.
3-5- واکاوی آماری
گراف های ثبت شده با استفاده از نرم افزار Lab chart متعلق به سیستم Power lab به اعداد تبدیل شدند و این اعداد به وسیله نرم افزار SPSS و با استفاده از Paired- samples T-test برای تحلیل آماری درون گروهی و برای تحلیل آماری بین گروهی از آزمون آماری Independent T-test با در نظر گرفتن P<0.05 به عنوان سطح معنی دار، مورد تجزیه و تحلیل قرار گرفتند.

فصل چهارم
نتایج
4-1-گراف های ثبت شده با دستگاه
شکل 4-1-گراف ثبت شده از ABP , Ps , Pd , MAP , HR (به ترتیب از بالا به پایین) در حالت پایه
شکل 4-2-گراف ثبت شده از ABP , PS , Pd , MAP , HR (به ترتیب از بالا به پایین) در حالت تزریق عصاره

شکل 4-3-گراف ثبت شده از ABP ,PS, Pd , MAP , HR (به ترتیب از بالا به پایین) در حالت تزریق حلال عصاره(اتانول 70 درصد)نتایجی که در قالب جدول و یا شکل در این فصل آمده است بر حسب میانگین±خطای میانگینSEM)± (Mean بیان شده است.
4-2- فشار میانگین سرخرگی در پاسخ به دوز های مختلف عصاره شیرین بیان
با بررسی دوزهای مختلف عصاره بومادران، بهترین و طولانی ترین افت فشار میانگین سرخرگی در دوز 60 میلی گرم بر کیلوگرم اتفاق افتاد.
n=3

شکل 4-4- نمودار تغییرات فشارمیانگین سرخرگی در پاسخ به دوزهای مختلف عصاره بومادران شیرازی نسبت به حالت پایه4-3- فشار میانگین، فشار سیستولی ، دیاستولی و ضربان قلب در حضور عصاره و حلال عصاره4-3-1 مقایسه اثرات عصاره بومادران (دوز 60 میلی گرم بر کیلوگرم) با اثرات حلال هم حجم عصاره (اتانول 70 درصد) بر روی فشار خونبا توجه به جدول 4-1 و شکل 4-5 فشار خون( میانگین سرخرگی، سیستولی و دیاستولی) در حالت تزریق حلال عصاره نسبت به حالت پایه تغییرات قابل ملاحظه ای نشان نداده است.
با توجه به جدول 4-2 و شکل 4-6 فشارخون ( میانگین سرخرگی، سیستولی و دیاستولی) در حالت تزریق عصاره بومادران (دوز 60 میلی گرم بر کیلوگرم) نسبت به حالت پایه تغییرات معنی داری داشته است.
جدول 4-1- تغییرات فشار (سیستولی، دیاستولی و میانگین) درمرحله تزریق حلال عصاره نسبت به حالت پایه Mean pressure
(mm Hg) n=5 Diastolic pressure
(mm Hg) n=5 Systolic pressure
(mm Hg) n=5 Stage
Time(min)
Solvent Base Solvent Base Solvent Base 92.7±4.7
93.2±4.3
93.2±4.5
85.7±7.2
95.4±8.1 91.8±4.8
89.2±5.7
96.3±4.5
91.6±6.6
96.1±3.8 74.9±4.4
75.6±3.9
75.4±4.2
68.7±6.5
78.7±8 74±4.7
71.7±5.4
78.3±4.3
74.2±6.4
78.3±3.6
128.4±5.5
128.5±5.4
128.7±5.2
119.9±8.7
128.9±8.6
127.6±5.2
124.4±6.3
132.3±4.9
126.6±7.1
131.7±4.3 1-5
5-10
10-15
15-20
20-25
جدول 4-2- مقایسه تغییرات فشار (سیستولی، دیاستولی و میانگین) درمرحله تزریق عصاره بومادران نسبت به حالت پایه Mean pressure
(mm Hg) n=5 Diastolic pressure
(mm Hg) n=5 Systolic pressure
mm Hg)n=5) Stage
Time(min)
erio Base erio Base erio Base 91.8±3.4 b
96.1±1.9
93.1±3.2
89.8±.6 b
87.4±1.7 b 99.7±1.7
103±.6
102.1±1
100.1±1
100.1±3.5 76.7±5
81±3.3
77.8±4.1
74.9±1.6 b
72.4±.4 b 86.3±1.5
89.4±.6
87.8±.6
86.2±.7
86.2±2.7 122.2±.2
126.3±.8 b
123.8±1.2
119.6±1.2 b
117.3±4.2 b 126.6±2.1
130.3±.6
130.7±1.7
127.9±1.6
127.9±5 1-5
5-10
10-15
15-20
20-25
b : اختلاف معنی دار حالت تزریق عصاره(erio) نسبت به حالت پایه(Base)
4-3-2 مقایسه اثرات عصاره بومادران (دوز 60 میلی گرم بر کیلوگرم) با اثرات حلال هم حجم عصاره (اتانول 70 درصد) بر روی ضربان قلببا توجه به جدول 4-3 و شکل 4-7 و شکل 4-8، ضربان قلب درحالت تزریق حلال نسبت به حالت پایه در گروه کنترل و در حالت تزریق عصاره نسبت به حالت پایه در گروه آزمایش تغییرات قابل ملاحظه ای نداشته است.
جدول 4-3-مقایسه تغییرات ضربان قلب درحالت تزریق حلال عصاره نسبت به حالت پایه و تزریق عصاره نسبت به حالت پایهHeart rate (Beats/min)
n=5 Heart rate (Beats/min)
n=5 Stage
Time(min)
erio Base Solvent Base 410.8±8.8
404.6±7.9
414.4±3.3
414±5.7
400.2±2.6 406.1±12.1
407.1±10.9
403.3±12.5
406.8±9.1
397.7±12 372±22.2
369±22.9
369.6±17.8
352.2±26.2
351.1±27.1 372.5±22.7
366.4±22.4
376.1±23.7
367.6±27.1
372.9±23.5 1-5
5-10
10-15
15-20
20-25

شکل 4-5- تغییرات فشار(سیستولی، دیاستولی ومیانگین) در حالت تزریق حلال عصاره نسبت به حالت پایه
شکل 4-6- تغییرات فشار(سیستولی، دیاستولی ومیانگین) در حالت تزریق عصاره نسبت به حالت پایه
b : اختلاف معنی دار حالت تزریق عصاره(erio) نسبت به حالت پایه(Base) p<.05

شکل 4-7-میزان تغییرات ضربان قلب در حالت تزریق حلال نسبت به سطح پایه
شکل 4-8-میزان تغییرات ضربان قلب در حالت تزریق عصاره نسبت به سطح پایه4-4- فشار میانگین، فشار سیستولی ، دیاستولی و ضربان قلب در حضور عصاره و حلال عصاره و داروی استیل کولین(دوز 01/0 میلی گرم بر کیلوگرم)4-4-1- با توجه به شکل 4-9 و 4-10، فشار میانگین و ضربان قلب در حالت کنترل دارو و حالت پایه در هر دو گروه، در مقایسه با یکدیگر تغییرات قابل ملاحظه ای نداشته است.
در حالت پایه، حیوان سرم فیزیولوژیک دریافت می کرد.
در حالت کنترل دارو به حیوان، آب مقطر به عنوان حلال داروی استیل کولین تزریق می شد.

شکل 4-9-مقایسه میزان فشار میانگین در حالت پایه (B) و حالت کنترل داروی استیل کولین(تزریق آب مقطرW) در دو گروه کنترل و آزمایش
شکل 4-10-مقایسه میزان تغییرات ضربان قلب در حالت پایه (B) و حالت کنترل داروی استیل کولین(تزریق آب مقطرW) در دو گروه کنترل و آزمایش4-4-2- فشار سیستولی در حضور حلال عصاره و استیل کولین
با توجه به جدول های 4-4 و شکل 4-11، فشار سیستولی در حالت تزریق محلول استیل کولین نسبت به حالت کنترل دارو(تزریق آب مقطر) کاهش نشان داده است که در بعضی از دقایق این کاهش، معنی دار است. در حالت تزریق حلال عصاره تواًم با استیل کولین نسبت به حالت تزریق استیل کولین، اختلاف معنی داری دیده نشد.
جدول4-4 - تغییرات فشار سیستولی در حضور تواًم حلال عصاره(اتانول 70 درصد) و استیل کولینStage
Time Systolic Pressure (mmHg)
Base
(n=5) Solvent of Ach (W) (n=5) Ach
(n=5) Solvent(ethanol 70%)+Ach (n=5)
Min 1-3
Min 3-6
Min 6-9
Min 9-12
Min 12-15 119.7+8.4
117.3+8.1
118.4+8.9 118.7+8.4
124.2+8.4
127.5+11.6
b110.3+9.6
b90.5+4.3
99.3+7.1
93.1+14.4
97.8+15.9 108.4+5.5
94.7+4
89+3.9
94.1+7.1
99.6+9.5
:b اختلاف معنی دار استیل کولین(Ach) با کنترل دارو(تزریق آب مقطر W) P<.05

شکل 4-11- تغییرات فشار سیستولی در حضور تواًم حلال عصاره(اتانول 70 درصد) و استیل کولین:b اختلاف معنی دار استیل کولین(Ach) با کنترل دارو(تزریق آب مقطرW) P<.05
4-4-3- فشار سیستولی در حضور عصاره بومادران و استیل کولین
با توجه به جدول های 4-5 و شکل 4-12، فشار سیستولی در حالت تزریق محلول استیل کولین نسبت به حالت کنترل دارو(تزریق آب مقطر) کاهش نشان داده است که در بعضی از دقایق این کاهش، معنی دار است. فشار سیستولی در حالت تزریق تواًم عصازه و استیل کولین نسبت به حالت تزریق استیل کولین نیز کاهش نشان داد که در بعضی از این دقایق، این کاهش معنی دار بود.
جدول 4-5- تغییرات فشار سیستولی در حضور تواًم عصاره بومادران شیرازی و استیل کولین Stage
Time Systolic Pressure (mmHg)
Base
(n=5) Solvent of Ach (W) (n=5) Ach
(n=5) erio +Ach
(n=5)
Min 1-3
Min 3-6
Min 6-9
Min 9-12
Min 12-15 119.8+6
117.3+7
123.6+3.6 123+5.3
125.1+5.3
126.8+6.7 b114.1+5
b94.2+10.4
107+5.8
104+7.4
112.8+5.9 c
94.2+9
c81.9+3.9
83.9+4.1
86.5+6.9
94.4+12.3
:b اختلاف معنی دار استیل کولین(Ach) باحالت کنترل دارو(تزریق آب مقطرW) P<.05
:c اختلاف معنی دار تزریق تواًم عصاره بومادران شیرازی(erio) و(Ach) نسبت به تزریق استیل کولین (Ach) P<.05

شکل 4-12- تغییرات فشار سیستولی در حضور تواًم عصاره و استیل کولین:b اختلاف معنی دار استیل کولین(Ach) باحالت کنترل دارو(تزریق آب مقطرW) P<.05
:c اختلاف معنی دار تزریق تواًم عصاره بومادران شیرازی(erio) و(Ach) نسبت به تزریق استیل کولین (Ach) P<.05
4 -4-4- فشار دیاستولی در حضور حلال عصاره و استیل کولین
با توجه به جدول 4-6 و شکل 4-13، فشار دیاستولی در حالت تزریق محلول استیل کولین نسبت به حالت کنترل دارو(تزریق آب مقطر) کاهش نشان داده است که در بعضی از دقایق این کاهش، معنی دار است. فشار دیاستولی در حالت تزریق تواًم حلال عصاره و استیل کولین نسبت به حالت تزریق استیل کولین تغییرات قابل ملاحظه ای نشان نداد.
جدول4-6- تغییرات فشار دیاستولی در حضور تواًم حلال عصاره(اتانول 70 درصد) و استیل کولین Stage
Time Diastolic Pressure (mmHg)
Base
(n=5) Solvent of Ach (W) (n=5) Ach
(n=5) Solvent(ethanol 70%)+Ach (n=5)
Min 1-3
Min 3-6
Min 6-9
Min 9-12
Min 12-15 70.4+7.1
68.3+5.6
69.5+5.5 70.5+8.8
73.4+7.5
75.4+8.1 64.9+5.7
b52.9+3.1
59.9+4.1
55.3+10.8
57.5+10.7 61.7+3.5
55.6+3.9
52.7+3.7
54.3+4.7
58.9+5.5
:b اختلاف معنی دار استیل کولین(Ach) با کنترل دارو(تزریق آب مقطر W) P<.05

شکل4-13- تغییرات فشار دیاستولی در حضور تواًم حلال عصاره(اتانول 70 درصد) و استیل کولین:b اختلاف معنی دار استیل کولین(Ach) با کنترل دارو(تزریق آب مقطر W) P<.05
4-4-5- فشار دیاستولی در حضور عصاره بومادران و استیل کولین
با توجه به جدول 4-7 و شکل 4-14، فشار دیاستولی در حالت تزریق استیل کولین نسبت به حالت کنترل دارو(تزریق آب مقطر) کاهش نشان داده است که در بعضی از دقایق این کاهش، معنی دار است. فشار دیاستولی در حالت تزریق تواًم عصاره و استیل کولین نسبت به حالت تزریق استیل کولین کاهش بیشتری داشته است که در بعضی از دقایق این کاهش معنی دار است.
جدول4-7- تغییرات فشار دیاستولی در حضور تواًم عصاره بومادران شیرازی و استیل کولین Stage
Time Diastolic Pressure (mmHg)
Base
(n=5) Solvent of Ach (W) (n=5) Ach
(n=5) erio +Ach
(n=5)
Min 1-3
Min 3-6
Min 6-9
Min 9-12
Min 12-15 72.4+2.9
71.6+5.4
74+5.6 75.1+3.6
76.3+4.5
76.4+2.9 b63.8+4
b54.4+7.5
66.5+5
64.4+5.6
70.4+3.3 57.4+4.2
c45.7+4.7
50.2+1.7
51.8+3.4
55.9+5.1
:b اختلاف معنی دار استیل کولین(Ach) باحالت کنترل دارو(تزریق آب مقطرW) P<.05
:c اختلاف معنی دار تزریق تواًم عصاره بومادران شیرازی(erio) و(Ach) نسبت به تزریق استیل کولین (Ach) P<.05
b
شکل 4-14- تغییرات فشار دیاستولی در حضور تواًم عصاره و استیل کولین:b اختلاف معنی دار استیل کولین(Ach) باحالت کنترل دارو(تزریق آب مقطرW) P<.05
:c اختلاف معنی دار تزریق تواًم عصاره بومادران شیرازی(erio) و(Ach) نسبت به تزریق استیل کولین (Ach) P<.05
4-4-6- فشار میانگین سرخرگی در حضور حلال عصاره و استیل کولین
با توجه به جدول 4-8 و شکل 4-15، فشار میانگین سرخرگی در حالت تزریق استیل کولین نسبت به حالت کنترل دارو(تزریق آب مقطر) کاهش نشان داده است که در بعضی از دقایق این کاهش، معنی دار است. فشار میانگین سرخرگی در حالت تزریق تواًم حلال عصاره و استیل کولین نسبت به حالت تزریق استیل کولین تغییرات معنی داری نداشته است.
جدول4-8-تغییرات فشار میانگین سرخرگی در حضور تواًم حلال عصاره(اتانول 70 درصد) و استیل کولینStage
Time Mean arterial Pressure (mmHg)
Base

user8336

تظاهرات اولیه SCC شامل تغییر رنگ سطحی، ایجاد توده، لنف نودهای بزرگ شده یا تغییر عملکرد ارگان است(8). اختلال عملکرد زبان می تواند بر تکلم و تغذیه اثر بگذارد(1). دیس فاژی، بلع دردناک، گوش درد، محدودیت حرکتی، خونریزی دهانی، توده های گردنی و از دست دادن وزن ممکن است همگام با پیشرفت بیماری رخ دهد(1).
در بررسی حفره دهان هیچ ناحیه ای نباید مورد غفلت واقع شود. اما نواحی با ریسک بالا از نظر بدخیمی شامل: کف دهان، کناره های طرفی زبان و لب پایین بایستی به دقت معاینه شوند. بیمار باید به منظور یافتن هرگونه تغییر بافتی شامل: ضایعات سفید، قرمز، سفید و قرمز، همچنین از نظر هرگونه تغییرات سطحی نظیر ایجاد خشونت سطحی، حالت گرانولر، زخم یا توده کاملأ ارزیابی شود(1). حدود دو سوم SCC های دهان، در زمان تشخیص متاستاز قابل شناسایی از نظر بالینی به لنف نودهای گردنی دارند(10). وقتی اندازه ضایعه بزرگتر از 4 سانتی متر باشد، در 90% موارد درگیری لنف نود وجود دارد(2). لنف نودهای تحت تأثیر قرار گرفته سفت بوده و در لمس حساس نیستند. اگر گسترش خارج کپسولی به بافتهای همبند اطراف رخ داده باشد، چسبیده ( fixed) و به هم پیوسته matted )) خواهند بود(10). حضور گسترش خارج کپسولی لنف نود با میزان بالایی از عود موضعی و ناحیه ای، متاستاز دور دست و مرگ و میر همراه است(11). انتشار لنفاتیک کارسینومای دهانی معمولأ گره های لنفاوی ساب مندیبولر، دیگاستریک، زنجیره گردنی فوقانی و نهایتأ باقیمانده زنجیره گردنی را گرفتار می کند(1).

روشهای تشخیصی رایج و کمک تشخیصی نوین
در حال حاضر استاندارد طلایی تشخیص ضایعات دهانی بدخیم و پیش بدخیم، تهیه بیوپسی بافتی و بررسی
هیستوپاتولوژی است.
نمای هیستوپاتولوژی SCC:
SCC از اپیتلیوم سطحی دیسپلاستیک منشا می گیرد و از لحاظ بافت شناسی به وسیله جزایر و طناب های مهاجم از سلول های اپیتلیوم سنگفرشی بدخیم مشخص می شود. تهاجم شامل گسترش نامنظم اپیتلیوم ضایعه از میان غشای پایه و به داخل بافت همبندی زیر اپیتلیوم می باشد. ممکن است سلول های مهاجم به عمق بافت چربی، عضلانی یا استخوانی زیرین گسترش یابند و در هنگام پیشرفت، بافت های اصلی را تخریب کنند. اغلب یک واکنش ایمنی سلولی یا آماسی قوی نسبت به اپیتلیوم مهاجم وجود داشته و نواحی کانونی نکروز نیز ممکن است حضور داشته باشد. اپیتلیوم ضایعه قادر است شکل گیری عروق خونی کوچک و جدید را تحریک کند(آنژیوژنز). تهاجم تومور چه سطحی باشد چه عمقی، سلول های ضایعه اغلب سیتوپلاسم فراوان ائوزینوفیلیک به همراه هسته بزرگ هیپرکروماتیک داشته و نسبت هسته به سیتوپلاسم در آنها افزایش یافته است. درجات مختلفی از پلئومرفیسم سلولی و هسته ای مشاهده می شود. از آنجا که محصول طبیعی اپیتلیوم سنگفرشی کراتین می باشد، ممکن است مرواریدهای کراتینی (کانون های گرد از لایه های متحدالمرکز سلول های کراتین) در اپی تلیوم ضایعه تولید شوند (12).
یک ارزیابی هیستوپاتولوژیک از درجه شباهت این تومورها به بافت های منشا (اپیتلیوم سنگفرشی) و توانایی آنها در تولید کراتین، G--ing نامیده می شود و ضایعات به وسیله یک مقیاس سه یا چهار عددی طبقه بندی می شوند، به طوریکه تومورهای کمتر تمایز یافته، اعداد بالاتر را از آن خود می سازند. G--e هیستوپاتولوژیک یک تومور تا حدودی بیانگر رفتار بیولوژیک آن نیز می باشد. به عبارت دیگر توموری که آن قدر بالغ است که شباهت زیادی به بافت منشا خود دارد، با سرعت آهسته تری رشد کرده و دیرتر متاستاز می دهد. چنین توموری Low G--e (G--e I) یا کارسینوم سلول سنگفرشی کاملا تمایز یافته نامیده می شود. بر عکس توموری که پلئومرفیسم سلولی و هسته ای زیادی دارد و فاقد کراتین بوده یا تولید کراتین آن بسیار کم است ممکن است آن قدر نابالغ باشد که تشخیص منشا آن مشکل باشد. چنین توموری اغلب با سرعت زیاد رشد کرده و متاستاز می دهد و به عنوان تومور High G--e (Gg--e III/IV) یا با تمایز اندک یا آناپلاستیک شناخته می شود. توموری که ظاهر میکروسکوپی آن مابین این دو حد باشد کارسینوم با تمایز متوسط خوانده
می شود (G--e II/III)(12).
شناسایی زود هنگام ضایعات بدخیم، یک اصل اساسی است. بنابراین معاینه کامل سر و گردن و داخل دهان یک شرط لازم است. روشهایی که به معاینات کلینیکی دهان کمک می کند شامل: تصویر برداری، تکنولوژی های نوری، رنگ آمیزی بافت های زنده با تلوئیدین بلو ( Toluidine Blue) و تهیه سیتولوژی با کمک کامپیوتر از
نمونه های (Brush Biopsy) دهانی است(1) که در ادامه توضیح داده خواهد شد.
رادیوگرافی معمولی، توموگرافی کامپیوتری(CT)، MRI ، سیتی اسکن هسته ای و اولترا سونوگرافی از جمله تصویر برداری هایی هستند که به بررسی درگیری استخوان و وسعت ضایعات بافت نرم کمک می کنند. CT و MRI در تعیین وضعیت گره های لنفاوی زنجیره گردنی کمک کننده هستند.
اولترا سونوگرافی برای هدایت سوزن طی عمل بیوپسی سوزنی از گره های لنفاوی سودمند است(1).
. Aانواع تکنولوژی های نوری برای کمک به تشخیص SCC شامل انواع زیر می باشد:
Chemiluminescent : در این روش دهانشویه اسید استیک 1% قبل از اعمال نور استفاده می شود تا دبری ها را حذف کند. سپس نور سفید- آبی در محدوده طول موج 580 – 430 نانومتر به بافت تابانده می شود. مخاط نرمال آبی دیده می شوند، در حالیکه مخاط غیرنرمال، نور را منعکس نموده و سفیدتر و شفاف تر دیده می شود. البته این تکنیک توانایی افتراق تغییرات دیسپلاستیک از ضایعات خوش خیم یا التهابی را ندارد. به نظر می رسد نیاز به کارآزمایی های بالینی دقیق برای نشان دادن فواید این تکنیک به عنوان یک ابزار موفق و مؤثر در غربالگری سرطان دهان وجود دارد(2).
در مطالعهای که در سال 2011 در انگلستان در مورد کاربرد Chemiluminescentدر شناسایی ضایعات دهانی بالقوه بدخیم انجام شد، 126 بیمار که ضایعات دهانی از جمله: لکوپلاکیا، اریتروپلاکیا، لیکن پلان، کاندیدای هیپرپلاستیک مزمن و کراتوز اصطکاکی یا فیبروز تحت مخاطی داشتند، تحت تابش Chemiluminescent و سپس انجام بیوپسی قرار گرفتند و نتایج حاکی از افزایش آشکارسازی اکثر لکوپلاکیاها با این تکنیک بود. حساسیت این روش در شناسایی ضایعات دیسپلاستیک مخاط دهان 3/77 % و اختصاصیت آن 8/27 % گزارش شد. بنابراین نتیجه گیری شد این روش دقت کافی برای مشخص کردن ضایعات دیسپلاستیک را نداشته، بلکه می تواند به عنوان یک سیستم معاینه کلی مخاط دهان به ویژه در بهبود آشکار سازی لکوپلاکیا به کار رود(13).
تصویر برداری بافتی با استفاده از فلورسنس: به نظر می رسد فقدان فلورسنس بافت، به عنوان یک پدیده اولیه مرتبط با دژنراسیون بافتی، در تشخیص سرطان دهان نوید بخش باشد. این روش تغییرات ساختمانی و بیوشیمیایی اولیه مخاط دهان که با مشاهده مستقیم دیده نمی شوند را آشکار می سازد(14). در این تکنیک پس از تابش یک نور آبی به مخاط، بافت نرمال، با انعکاس نور سبز روشن پاسخ می دهد، در حالیکه بافت غیرنرمال در مقایسه با بافت های سالم مجاور، نور تیره تری را منعکس می کند(2). نتایج اولیه یک مطالعه در سال 2012 که تست فلورسنس را در 32 بیمار در معرض خطر سرطان دهان انجام داد، حاکی از این بود که این تکنیک یک تست مؤثر برای شناسایی افرادی که در معرض خطر بالای سرطان دهان قرار دارند، می باشد. در این مطالعه، حساسیت فلورسنس 100% و اختصاصیت آن 93% بود(14).
اسپکتروسکوپی: در این روش از یک فیبر نوری کوچک برای ایجاد طیف نور متنوع استفاده شده و اسپکتروسکوپ رکوردهای دریافتی از کامپیوتر را آنالیز می کند. این تکنیک در افتراق مخاط نرمال از ضایعات، بسیار دقیق است. اما به دلیل سایز کوچک فیبر نوری برای اسکن کردن مناطق وسیعی از مخاط دهان، قابلیت استفاده عملی محدودی دارد. همچنین این تکنیک توانایی افتراق ضایعات خوش خیم از بدخیم را ندارد(2).
B. رنگ آمیزی بافت زنده با استفاده از تولوئیدین بلو:
این روش برای کمک به تعیین نواحی نیازمند بیوپسی مفید است(1). تولوئیدین بلو به DNA یا RNA غیرطبیعی باند شده و نواحی با ریسک بالای پیشرفت به سمت سرطان را مشخص می کند(2). اتصال مثبت تولوئیدین بلو (به ویژه در نواحی لکوپلاکیا، اریتروپلاکیا و جذب محیطی آن در یک زخم) ممکن است نیاز به انجام بیوپسی را ثابت کند. اتصال مثبت کاذب رنگ می تواند ناشی از ضایعات زخمی یا وجود التهاب باشد، اما پاسخ منفی کاذب، شایع نمی باشد(1). حساسیت این روش برای ضایعات بدخیم 100% و برای ضایعات دیسپلاستیک 5/79 % و اختصاصیت آن در حد 62% عنوان شده است(2). البته همواره باید تأکید نمود که این روش هرگز جایگزین بیوپسی نبوده و تست قطعی تشخیص تغییرات بدخیمی، همچنان، بیوپسی است(1).
Brush Biopsy . C :
آنالیز کامپیوتری نمونه های Brush Biopsy بر روی سلول های متفلس رنگ آمیزی شده با روش پاپا نیکولائو، نتایج نسبتأ موفقی را نشان داده است(1). در این روش از یک برس استفاده می شود که توانایی نفوذ در ضخامت مخاط را داشته و می تواند نمونه ای را که معرف همه سلول های ضایعه باشد. تهیه کند. با استفاده از این تکنیک سلول های لایه بازال و مجاور بازال جمعآوری شده و با کمک کامپیوتر آنالیز می شوند. حساسیت این روش نسبتأ بالا و در برخی مقالات تا حد 100% هم گزارش شده است(2).
در روش جدیدی به نام Modified Brush Biopsy که نخستین بار در سال 2010 توسط متخصصین گروه بیماری های دهان دانشکده دندانپزشکی مشهد معرفی شد، از ترکیب Brush Biopsy و سیتولوژی بر پایه مایع (LBC) برای تعیین ارزش تشخیصی این روش در شناسایی ضایعات دهانی بدخیم و پیش بدخیم استفاده شد. در این مطالعه، از 26 بیمار مبتلا به ضایعات دهانی بدخیم یا پیش بدخیم، Brush Biopsy تهیه و در فرمول ساده LBC قرار گرفت و با استفاده از سانتریفیوژ، نمونه ای که معرف همه سلولهای ضایعه باشد، در دسترس قرار گرفت. سپس همه بیماران تحت بیوپسی روتین و بررسی هیستوپاتولوژی هم قرار گرفتند. این روش حساسیت 9/88% و اختصاصیت 100% نشان داد. بنابراین پیشنهاد شد می تواند به عنوان ابزار مؤثری برای غربالگری ضایعات دهانی بدخیم و پیش بدخیم مورد استفاده قرار گیرد(15).


گر چه در حال حاضر استاندارد طلایی تشخیص ضایعات دهانی بدخیم و پیش بدخیم تهیه بیوپسی بافتی و بررسی هیستوپاتولوژی است، اما به هر حال این روش نگرانی هایی از جهت خطاهای نمونه برداری و خطاهای تفسیر هیستوپاتولوژی و فقدان حساسیت کافی برای تعیین پیشرفت ضایعه را به همراه دارد. بنابراین نیاز به سیستم های دقیق تر برای پیش بینی پیشرفت ضایعات در مراحل اولیه، کاملأ منطقی به نظر می رسد (2).
بررسی مارکرهای سرمی در سرطان دهان
در حال حاضر تعدادی از مارکرهای سلولی و مولکولی برای کمک به شناسایی تغییرات اولیه در جهت کمک به شناسایی ضایعات دارای پتانسیل بدخیمی در مخاط دهان در حال بررسی هستند (2).
با پیشرفت دانش بشر از درک ژنتیک، تغییرات ژنتیکی ممکن است به عنوان چنین مارکری در نظر گرفته شود. به علاوه شواهدی وجود دارد که نشان می دهد مقادیر سیتوکین های بزاقی می تواند اطلاعات مفیدی از رفتار اپی تلیوم دهان و کارسینوژنر فراهم کرده و توانایی این مارکرها می تواند در آینده ای نزدیک، آنها را تبدیل به ابزاری برای غربالگری سرطان دهان نماید(2). ماتریکس متالوپروتئیناز و مهار کننده بافتی آن نقش مهمی در شروع و پیشرفت سرطان دهان ایفا می کنند(1). آغاز یا پیشرفت سرطان دهان می تواند با پلی مرفیسم ژن فاکتور رشد عروقی اندوتلیال (VEGF) مرتبط باشد(1). افزایش CDK2 و CDK4 در مدل های حیوانی، مرتبط با افزایش خطر ابتلا به SCC دهان و پوست عنوان شده است(9). آنتی بادی بر علیه پروتئین P53 ( یک پروتئین سرکوبگر تومور) در سرم بیماران مبتلا به SCC دهانی شناسایی شده است(16). بنابراین مطالعه بیشتر روی بافت های دهانی همچنین سلولها یا مایعات بدن از جمله سرم و بزاق به منظور کمک به درک بهتر پاتوژنز سرطان دهان و یافتن ابزاری مفید برای غربالگری سرطان دهان در مراحل اولیه، ادامه خواهد یافت (2).
جستجو برای یافتن روش هایی که امکان شناسایی سرطان دهان را در مراحل اولیه امکان پذیر نماید، محققان را به سوی تحقیقات جدی در این زمینه سوق داده است(16). در سالهای اخیر، توجه به بیومارکرهای موجود در سرم برای تشخیص زود هنگام سرطانهای مختلف از جمله سرطان دهان(به ویژه SCC) مورد علاقه بیشتر پژوهشگران قرار گرفته است(17). تغییرات ژنتیکی که در سلولهای سرطانی رخ می دهد، منجر به تغییر پاسخ سلول به محیط اطراف خود می شود که به صورت تغییر در بیان پروتئین های مسیرهای سیگنال دهنده سلولی تظاهر می کند و با مطالعات بررسی پروتئین ها در سرم، قابل ردیابی خواهد بود(17).
گلوتاتیون
یکی از بیومارکرهای قابل اندازه گیری در سرم مبتلایان به SCC گلوتاتیون است که پپتیدی داخل سلولی با اعمال متفاوتی از جمله سم زدایی، دفاع آنتی اکسیدانی و تعدیل نمودن پرولیفراسیون سلولی می باشد(18). فرمول شیمیایی این مولکول عبارتست از: C10H17N3O6S و تری پپتیدی با اتصال پپتیدی گاما بین گروه آمین سیستئین و گروه کربوکسیل گلوتامات است. دریافت گلوتاتیون به عنوان یک ریزمغذی در رژیم غذایی ضروری نیست، زیرا بدن می تواند از آمینواسیدهای سیستئین، گلوتامیک اسید و گلایسین، آن را تولید کند(19). گلوتاتیون در یک فرآیند دو مرحله ای وابسته به آدنوزین تری فسفات (ATP) ساخته می شود: - نخست گاماگلوماتیل سیستئین از گلوتامات و سیستئین با واسطه آنزیم گاماگلوتامیل سیستئین سنتتاز تولید می شود.
سپس، گلایسین به انتهای C - ترمینال گاماگلوتامیل سیستئین از طریق آنزیم گلوتاتیون سنتتاز، اضافه می شود(19).
برخی از ویژگی های مهم گلوتاتیون عبارتند از:
یک آنتی اکسیدان اندوژن(درون زاد) مهم است که توسط سلولها تولید می شود و در خنثی کردن مستقیم رادیکالهای آزاد و ترکیبات واکنشی اکسیژن شرکت می کند. همانگونه که آنتی اکسیدان های اگزوژن( برون زاد) مثل ویتامین C و E در فرم احیاء(که همان فرم فعال آنهاست)، عمل می کنند(20).
چرخه نیتریک اکساید را تنظیم می کند که برای حیات نقش بحرانی( Critical) دارد و در صورت عدم تنظیم، مشکل جدی ایجاد می کند(21).
در واکنش های متابولیک و بیوشیمیایی مثل سنتز و ترمیم DNA ، سنتز پروتئین، سنتز پروستاگلاندین، انتقال آمینو اسید و فعالیت آنزیمی، نیاز به گلوتاتیون وجود دارد. بنابراین هر سیستمی در بدن می تواند تحت تأثیر گلوتاتیون قرار گیرد، به ویژه سیستم ایمنی، سیستم عصبی، سیستم گوارشی و ریه ها (22).
گلوتاتیون نقشی حیاتی در متابولیسم آهن دارد. به طوریکه نشان داده شده سلول های yeast ( مخمر) عاری از آهن یا حاوی مقادیر اندک گلوتاتیون احیا (GSH)، دچار نقص آنزیمهای خارج میتوکندریایی و به دنبال آن مرگ می شود(21).
گلوتاتیون دارای دو فرم احیا یا همان GSH و اکسید یا همان GSSG می باشد. پدیده اکسیداسیون – احیا از خصائص ذاتی سلول بوده و گلوتاتیون در این امر نقش اساسی دارد(23). گلوتاتیون که بیشتر به فرم احیا شده وجود دارد، در واکنش با رادیکالهای آزاد و سموم به فرم اکسید خود یعنی GSSG تبدیل شده با حضور آنزیم گلوتاتیون رودکتاز فاکتور NADPH مجددأ به فرم احیاء خود بازمی گردد. کسر GSH /GSSG از فاکتورهای مهم در رابطه با تغییرات دائم رادیکال های آزاد اکسیژن می باشد. میزان این کسر در سلول های مختلف، متفاوت بوده، نشان دهنده موقعیت محیط سلول متناسب با فعالیت آن می باشد(23). در حالت عادی نسبت GSH /GSSG برابر 1/3 می باشد. استرس شدید اکسیداتیو سبب انباشتگی GSSG شده و مقدار کسر کاهش می یابد که کاهش مقاومت بدن برای مقابله با رادیکالهای آزاد را در پی دارد(23). منظور از استرس اکسیداتیو زمانی است که تعادل بین تولید مواد اکسیدان و آنتی اکسیدان در بدن به نفع اکسیدان ها دچار اختلال شود(24).

استرس اکسیداتیو
استرس اکسیداتیو منعکس کننده عدم تعادل بین تظاهرات سیستمیک گونه های اکسیژن واکنشی و توانایی سیستم یبولوژیک برای خنثی کردن واسطه های واکنشی یا ترمیم آسیب حاصله است. اختلال در حالت نرمال Redox (Reduction / Oxidation)، می تواند از طریق تولید پراکسیدها و رادیکالهای آزاد – که به اجزای سلولی از قبیل پروتئین ها، لیپیدها و DNA صدمه می زنند- اثرات سمی به دنبال داشته باشد(24). بنابراین استرس اکسیداتیو می تواند باعث قطع مکانیسم های نرمال انتقال پیام سلولی (cellular signaling) شود(24).
منظور از واکنش Redox (Reduction / Oxidation) تمام واکنش های شیمیایی است که شامل تغییر وضعیت اتم های بین حالت اکسیداسیون و احیاء می باشد. تعریف اکسیداسیون و احیاء به این شرح است:
اکسید (Oxidation): فقدان الکترون یا افزایش اکسیداسیون توسط یک مولکول، اتم یا یون.
احیا ( Reduction): به دست آوردن الکترون یا افزایش اکسیداسیون توسط یک مولکول، اتم یا یون(25).
به نظر می رسد استرس اکسیداتیو در انسان در پیشرفت بسیاری از بیماری ها یا تشدید علائم آنها نقش داشته باشد. این بیماریها شامل: سرطان(24)، پارکینسون و آلزایمر(26)، آترواسکلروز و نارسایی قلبی(27)، انفارکتوس میوکارد(28)،اسکیزوفرنی(29)، اختلال شخصیت دوقطبی(30)، بیماری سلولی داسی(31)، لیکن پلان(32) و ویتیلیگو(33) می باشد.
احتمال دخیل بودن استرس اکسیداتیو در پیشرفت وابسته به سن در سرطان وجود دارد. گونه های واکنشی تولید شده در استرس اکسیداتیو می توانند باعث آسیب مستقیم DNA و بنابراین اثرات موتاژنیک (جهش زایی) شوند. این فرآیند ممکن است آپوپتوز( مرگ برنامه ریزی شده سلولی) را سرکوب کرده و تکثیر و تهاجم و متاستاز تومور را پیش ببرد(24).

درمان
درمان سرطان دهان نیازمند همکاری یک تیم پزشکی است. هدف اولیه درمان، ریشه کنی سرطان، پیشگیری از عود و تا حد امکان بازیابی شکل و عملکرد نواحی تحت تأثیر قرار گرفته می باشد(34).
انتخاب روش درمان، بستگی به عوامل متعددی دارد از جمله: نوع سلول تومورال و میزان تمایز آن، محل و اندازه ضایعه، وضعیت درگیری استخوان و گره های لنفاوی، حضور یا عدم حضور متاستاز و شرایط کلی بیمار از قبیل: سن، وضعیت سلامت عمومی، وجود تاریخچه ای از SCC دهانی قبلی و عادات پر خطر(35).
روشهای درمانی متعددی برای درمان سرطان دهان وجود دارد که شامل: جراحی، رادیوتراپی، شیمی درمانی سیستمیک و مهار EGFR می باشند و می توانند هر یک به تنهایی یا به صورت ترکیبی به کار روند(36). جراحی درمان انتخابی ضایعات کوچک و قابل دسترسی است، اگر چه مراحل پیشرفته SCC معمولأ با ترکیب جراحی، رادیوتراپی و شیمی درمانی درمان می شوند(37).
در موارد عود SCC مهار کننده های EGFR در ترکیب با رادیوتراپی و شیمی درمانی، خط اول درمان خواهند بود(34).
درمان انتخابی درگیری گره های لنفاوی، جراحی است(1).
جراحی برداشت SCC دهان با حاشیه های ناکافی در حد کمتر از 5 میلی متر در 30 – 20 % موارد ممکن است عود و متاستاز دور دست را به همراه داشته باشد و در این شرایط معمولأ تجویز رادیوتراپی و شیمی درمانی بعد از جراحی، ضروری خواهد بود(38). توضیح احتمالی این است که برخی کراتینوسیتهای بدخیم ممکن است در حاشیه های زخم جراحی شده باقی مانده باشند اما به دلیل تعداد بسیار اندک، توسط آزمایشات هیستوپاتولوژی قابل شناسایی نباشند(3).
رادیوتراپی از طریق ایجاد رادیکال های آزاد و آسیب به DNA سلول، اثرات مخرب خود را اعمال می کند. سلول های تحت تابش ممکن است تخریب شوند یا قدرت تقسیم خود را از دست بدهند(1).
انواع SCC به اشعه حساس بوده و ضایعات اولیه به میزان زیادی با رادیوتراپی قابل درمان می باشند. به طور کلی هر چه تمایز تومور بیشتر باشد ( G--e هیستوپاتولوژی پایین تر )، سرعت پاسخ به رادیوتراپی کمتر خواهد بود. تومورهای اگزوفیتیک که اکسیژن رسانی کافی دارند، حساسیت بیشتری به اشعه دارند، در حالیکه تومورهای مهاجم بزرگ کمتر به اشعه پاسخ می دهند. SCC محدود به مخاط دهان با رادیوتراپی تا حد زیادی بهبود پذیرفته است، در حالیکه انتشار تومور به استخوان، احتمال موفقیت رادیوتراپی به تنهایی را کاهش می دهد و در این شرایط نیاز به ترکیب جراحی و رادیوتراپی وجود دارد(1).
شیمی درمانی به سه شکل در درمان سرطان به کار می رود:
به صورت القایی قبل از درمانهای موضعی با هدف تسریع در کاهش اولیه حجم تومور و درمان زود هنگام میکرومتاستازها.
به صورت استفاده همزمان با رادیوتراپی، این روش در حال حاضر برای مراحل پیشرفته بیماری ( مراحل 3 و 4 )
مورد استفاده قرار می گیرد.
شیمی درمانی کمکی ( adjuvant ) پس از درمان موضعی.(1).

پیش آگهی
مهمترین عامل در بقاء بیماران مبتلا به سرطان دهان، مرحله بیماری در هنگام تشخیص می باشد. متأسفانه بیشتر سرطان های دهان در مراحل پیشرفته، پس از علامت دار شدن تشخیص داده می شوند(1). در ایالات متحده میزان بقای 5 ساله در آمریکایی های آفریقایی تبار فقط یک، سوم بقای 5 ساله سفید پوستان که حدود 53% می باشد، گزارش شده است(1). این میزان بقا تحت تأثیر محیط فیزیکی و اجتماعی، کمبود اطلاعات بهداشتی، روش زندگی پر خطر و دسترسی محدود به مراقبت های بهداشتی می باشد(1).
کمیته مشارکتی سرطان آمریکا سیستم تومور، گره لنفاوی و متاستاز(TNM) را برای طبقه بندی سرطان ارائه داده است. T اندازه تومور اولیه، N درگیری گره های لنفاوی و M متاستاز دوردست را بیان می کند. انتشار موضعی یا ناحیه ای SCC دهانی شایع است و بر انتخاب درمان و پیش آگهی تاثیر می گذارد. متاستاز به گره های لنفاوی گردنی نیز شایع بوده ولی متاستاز دوردست به ناحیه زیر ترقوه نادر است. سرطان دهان در بخش خلفی حفره دهان، ناحیه حلق دهانی و کف دهان با پیش آگهی ضعیف تری همراه است، این امر با تشخیص بیماری در مرحله پیشرفته و میزان بیشتر انتشار آن به گره های لنفاوی در زمان تشخیص قابل توجیه می- باشد(1). عوامل موثر عمده ای که اثر منفی بر پیش آگهی سرطان دهان اعمال می کنند عبارتند از: درگیری دو یا تعداد بیشتری لنف نود ناحیه ای، گسترش درگیری لنف نود به خارج از کپسول و اعلام درگیر بودن مارژین های برداشته شده در جراحی تومور(2). معیارهای بافت شناسی مهم مرتبط با پروگنوز ضعیف شامل: افزایش ضخامت تومور و وجود تهاجم عروقی می باشد(2).
از آنجا که ضایعات اولیه اغلب بدون علامت بوده و بیماران در مراحل انتهایی شناسایی می شوند، تشخیص این سرطان در مراحل اولیه، تأثیر قابل توجهی در بهبود پیش آگهی آن دارد(2). جستجو برای یافتن روش هایی که امکان شناسایی سرطان دهان را در مراحل اولیه امکان پذیر نماید، محققان را به سوی تحقیقات جدی در این زمینه سوق داده است(16). در همین راستا، توجه به بیومارکرهای موجود در سرم برای تشخیص زود هنگام سرطان دهان در حال افزایش است.(17).

مروری بر متون
در این قسمت به مرور مطالعات مرتبط با موضوع تحقیق می پردازیم که به ترتیب اهمیت و سال انتشار آورده شده اند.
Sobhakamuri A. و همکاران در سال 2012 در مطالعه ای با عنوان « استعداد سلول های سرطانی سر و گردن در انسان به مهار ترکیبی متابولیسم گلوتاتیون و تیوردوکسین » با بیان این مطلب که افزایش متابولیسم گلوتاتیون (GSH) و تیوردوکسین (Trx) در مقاومت سلول های سرطانی به شیمی درمانی نقش گسترده ای دارد، به بررسی تأثیر همزمان مهار GSH و Trx در مرگ سلول های سرطانی سر و گردن با مکانیسم استرس اکسیداتیو پرداختند. نتایج حاکی از این بود که مهار همزمان GSH و Trx با القای استرس اکسیداتیو، در مرگ سلول های SCC سر و گردن نقش دارد و این استراتژی ممکن است در حساس کردن SCC سر و گردن به مهار کننده های EGFR به عنوان گامی در درمان SCCمفید باشد(39).
Dzian A . و همکاران در سال 2012 در مطالعه ای با عنوان « آدنوکارسینوما و SCC ریه و ارتباط آن با پلی مرفیسم ژنتیکی گلوتاتیون S – ترانسفراز در جمعیت اسلوونی» با توجه به اینکه اسنیدانس سرطان ریه در جمعیت اسلوونی بالاست، پلی مرفیسم ژنهای گلوتاتیون S – ترانسفراز شامل: GSTT1 و GSTM1 و GST_ P1 را با تکنیک PCR بررسی کرده و نتیجه گرفتند فقدان ژنوتیپ GSTT1 مرتبط با افزایش ریسک آدنوکارسینومای ریه است. در حالیکه پلی مرفیسم این ژنها با SCC ریه، ارتباط معنی داری ندارد(40).
در مطالعه FU TY . و همکاران در سال 2011 با عنوان « منگناز سوپر اکسید دسموتاز و گلوتاتیون پراکسیداز به عنوان مارکرهای پیش آگهی SCC مخاط باکال » مشاهده شد که بروز بیشتر این مارکرها با بقای بهتر بیماران در ارتباط بوده و در نتیجه حضور این مارکرها بیانگر بقای بهتر SCC مخاط باکال می باشد(41).
Karaman E. و همکاران در سال 2010 در مطالعه ای با عنوان« فعالیت پارا اکسوناز سرم و آسیب اکسیداتیو DNA در بیماران مبتلا به SCC حنجره» با استفاده از روشهای اندازه گیری کالری متریک والایزا بر روی نمونه های سرمی بیماران و مقایسه آنها با گروه کنترل دریافتند تعادل اکسیدان – آنتی اکسیدان در بیماران مبتلا به SCC حنجره به نفع اکسیداسیون لیپید و آسیب DNA مختل می شود(42).
Allameh A. و همکاران در سال 2009 در مطالعه ای با عنوان « آنالیز هیستوشیمی مارکرهای مولکولی خاص در ضایعات پیش سرطانی، آدنوکارسینوما و SCC مری در افراد ایرانی» با هدف بررسی تغییرات عوامل مؤثر در پیشرفت سرطان مری در جمعیت در معرض خطر در ایران انجام دادند. آنها نمونه های بیوپسی مری 87 بیمار مبتلا به متاپلازی بارت در مری، آدنوکارسینوما و SCC مری را با روش ایمنوهیستوشیمی از نظر بیان P53 و P21 و نیتروتیروزین و سیکلواکسیژناز 2 و گلوتاتیون S – ترانسفراز بررسی کردند. تغییرات پاتولوژیک در نمونه های آدنوکارسینوما و SCC مری به صورت افزایش نیتروتیروزین و سیکلواکسیژناز 2 بود که شاهدی بر درگیری این فاکتورهای اکتسابی در پیشرفت سرطان مری است. اما در مورد سایر فاکتورها، تغییر معنی داری
مشاهده نشد(43).
Looi ML. و همکاران در سال 2008 در مطالعه ای با عنوان « آسیب اکسیداتیو و وضعیت آنتی اکسیدان در بیماران مبتلا به نئوپلازی داخل اپی تلیالی سرویکال و کارسینوم سرویکس» انجام دادند. آنها برای بررسی وضعیت آسیب اکسیداتیو، مالون دی آلدهید (MDA) پلاسما و 8- هیدروکسی داکسی گوانوزین(HdG) ادرار و برای بررسی وضعیت آنتی اکسیدان مقادیر آنزیم های سوپر اکسید دسموتاز، گلوتاتیون پراکسیداز و کاتالاز را در 80 بیمار مبتلا به نئوپلازی سرویکال و کاسینوم سرویکس بررسی و با گروه کنترل مقایسه کردند. نتایج نشان داد مقادیر HdG تغییر معنی داری در هیچکدام از بیماری های مورد مطالعه نسبت به گروه کنترل ندارد. MDA پلاسما و گلوتاتیون پراکسیداز در بیماران، نسبت به گروه کنترل افزایش داشتند، در حالیکه سوپر اکسید دسموتاز و کاتالاز در بیماران نسبت به گروه کنترل کاهش داشتند(44).
مطالعه Giannini P. و همکاران در سال 2008 با عنوان « فعالیت فانکشنال و توزیع ایمنوهیستو شیمیایی سلولی گلوتاتیون S – ترانسفراز در بافت دهانی سالم، دیسپلاستیک و SCC »، فعالیت بیشتر گلوتاتیون S – ترانسفراز در بافت SCC را در مقایسه با مخاط نرمال نشان داد و پیشنهاد شد uperegulation گلوتاتیون S – ترانسفراز حداقل در تعدادی از ضایعات دهانی پیش بدخیم و بدخیم رخ می دهد(45).
در مطالعه Richie JP. و همکاران در سال 2008 با عنوان « مقادیر گلوتاتیون، آهن و ریزمغذی ها و ریسک سرطان دهان» ارتباط ریسک سرطان دهان با مقادیر سرمی آهن، ویتامین های E و C و B2 و A و روی، تیامین و گلوتاتیون (GSH) تعیین شد. محققان با توجه به نتایج این مطالعه پیشنهاد کردند کمبود ضعیف آهن و مقادیر کم GSH که هر دو مرتبط با استرس اکسیداتیو افزایش یافته هستند، ریسک سرطان در حفره دهان را افزایش می دهند(46).
Sharifi R. و همکاران در سال 2008 در مطالعه ای با عنوان « ارتباط پلی مرفیسم ژنتیکی گلوتاتیون S – ترانسفراز P1 و تجمع پروتئین P53 در بیماران ایرانی مبتلا به SCC مری » هیچ ارتباطی بین پلی مرفیسم گلوتاتیون S – ترانسفراز P1 و تجمع پروتئین P53 در سلول های اپی تلیوم مری پیدا نکردند(47).
Prabhu K. و همکاران در سال 2007 با طراحی مطالعه ای با عنوان « مقادیر گلوتاتیون S – ترانسفراز تام سرم در سرطان دهان » دریافتند که مقدار این مارکر در مبتلایان به stage چهار سرطان دهان افزایش قابل توجهی نسبت به stage دو و سه داشته و این امر نشان می دهد تغییر مقادیر گلوتاتیون S – ترانسفراز تام سرم ممکن است با پیشرفت سرطان دهان ارتباط داشته باشد(48).
Walshe g . و همکاران در سال 2007 در مطالعه ای با عنوان « غیر فعال شدن گلوتاتیون پراکسیداز به عنوان عامل کمک کننده در ایجاد SCC القا شده توسط U.V » بیان کردند SCC مرتبط با اختلال در فعالیت گلوتاتیون پراکسیداز و مقادیر پراکسید است. بطوریکه مشاهده کردند چهار، پنجم SCC های پوستی مرتبط با کاهش فعالیت گلوتاتیون پراکسیداز و افزایش بار پراکسید است. گلوتاتیون پراکسیداز توسط یک مکانیسم پس از ترجمه غیرفعال می شود و افزایش مقادیر پراکسید داخل سلولی می تواند گلوتاتیون پراکسیداز را غیرفعال کند. نتایج این مطالعه پیشنهاد می کند غیرفعال شدن گلوتاتیون پراکسیداز در پوست انسان ممکن است یک رویداد اولیه در ایجاد SCC القا شده توسط نور UV باشد(49).
Rasmi y. و همکاران در سال 2006 مطالعه ای با عنوان « مقایسه بیان گلوتاتیون S – ترانسفراز pi در سطح mRNA در مخاط مری با استفاده از RT_ PCR_ ELISA در افراد مبتلا به بیماری رفلاکس آدنوکارسینوما و SCC مری » طراحی کردند. آنها از 66 بیوپسی بافت مری که به عنوان بیماری رفلاکس غیر اروزیو (NERD)، بیماری رفلاکس معده ای – مری (GERD)، آدنوکارسینوما و SCC تشخیص داده شده بود، استفاده کردند. نتایج کاربرد تکنیک RT_ PCR_ ELISA نشان داد هیچ تفاوت معنی داری در بیان گلوتاتیون S – ترانسفراز pi (GST- pi) در نمونه های نرمال، NERD و GERD وجود ندارد. بیان بیش از حد GST- pi در بافت های بدخیم (آدنوکارسینوما و SCC ) قابل تشخیص بود. بنابراین محققان اعلام کردند بیان GST- pi در مری مبتلا به GERD و NERD تغییر نمی کند، در حالیکه در آدنوکارسینوما و SCC به شدت بیشتر از بافت نرمال و ملتهب است(50).
Fiaschi Al . و همکاران در سال 2005 در مطالعه ای با عنوان « گلوتاتیون ، آسکوربیک اسید و آنزیم های آنتی اکسیدانت در خون و بافت تومور بیماران SCC » تغییرات آنتی اکسیدانت ها را در این بیماران بررسی کردند. نتایج حاکی از افزایش قابل توجه مقادیر گلوتاتیون و آسکوربیک اسید و در مقابل کاهش قابل توجه فعالیت آنزیم های آنتی اکسیدانت در بیماران SCC در مقایسه با افراد سالم بود(51).
مطالعه GUO GF . و همکاران در سال 2005 که « ارتباط بروز گلوتاتیون S – ترانسفراز (GST- pi) و آنتی ژن هسته ای تکثیر سلول (PCNA) در پیش آگهی SCC پیشرفته سینوس ماگزیلا به روش ایمنوهیستوشیمی » را می سنجید، نشان داد افزایش بروز GST- pi یک فاکتور پیش آگهی مستقل در SCC پیشرفته سینوس ماگزیلاست. اما PCNA خیر، به طوریکه افزایش بروز GST- pi مشاهده شده در این بیماران کاملأ مرتبط با بهبود میزان بقای 5 ساله بود(52).
Geisler SA . و همکاران در سال 2005 در مطالعه ای با عنوان « پلی مرفیسم گلوتاتیون S – ترانسفراز و بقای سرطان سر و گردن » با هدف ارزیابی توانایی پروگنوستیک پلی مرفیسم سه ژن درگیر در مکانیسم کارسینوژنز تنباکو در 190 بیمار مبتلا به SCC سر و گردن، مشاهده کردند افرادی که ژنوتیپ فانکشنال GSTT1 داشتند، احتمال مرگ 3 برابر بیشتر ناشی از SCC نسبت به افراد مبتلا به SCC که فاقد این ژنوتیپ بودند، داشتند. آنها پیشنهاد کردند مارکرهای ژنومیک مکانیسم کارسینوژنز و ترمیم DNA می تواند به عنوان یک شاخص پروگنوستیک در عود بیماری و مرگ ناشی از آن باشد(53).
Rawal RM . و همکاران در سال 1999 در مطالعه ای با عنوان « ارزیابی گلوتاتیون S – ترانسفراز و گلوتاتیون رودکتاز در بیماران مبتلا به SCC با مخاط باکال » با اندازه گیری میزان فعالیت گلوتاتیون S – ترانسفراز (GST) و گلوتاتیون رودکتاز (GR) به روش اسپکتروفتومتری به این نتیجه رسیدند مقادیر GST سرم در بیماران کاهش قابل توجهی در مقایسه با گروه کنترل دارد و در مقابل مقادیر سرمی GR در بیماران افزایش قابل توجهی در مقایسه با گروه کنترل نشان می دهد. کاهش مقادیر GST سرم ممکن است با افزایش استعداد به آسیب ناشی از کارسینوژن ها در ارتباط باشد(54).
Mulder TP. و همکاران در سال 1998 در مطالعه ای با عنوان « مقادیر گلوتاتیون S – ترانسفراز از پلاسما در بیماران مبتلا به SCCسر و گردن » مقادیر گلوتاتیون S – ترانسفراز (GST) را در پلاسمای 230 بیمار با روش الایزا اندازه گیری کردند. نتایج افزایش GST پلاسما را فقط در 14% این بیماران نشان داد و پیشنهاد شد احتمالأ ارتباط معنی داری بین مقادیر GST پلاسما و مرحله بالینی تومور وجود ندارد(55).
بیان مسئله و ضرورت انجام تحقیق
SCC شایعترین بدخیمی حفره دهان است، به طوریکه 95 – 90 % همه بدخیمی های دهان را SCC تشکیل می دهد(56)، میزان وقوع آن به خصوص در افراد جوان رو به افزایش است و علی رغم تحقیقات فراوان، میزان مرگ و میر آن تغییر چندانی نکرده است(57). زیرا ضایعات اولیه اغلب بدون علامت بوده و بیماران در مراحل انتهایی شناسایی می شوند. لذا تشخیص این سرطان در مراحل اولیه، تأثیر قابل توجهی در بهبود پیش آگهی آن دارد(2). تا کنون تحقیقاتی بر روی بیومارکرهای مؤثر در پروگنوز SCC صورت گرفته است. سرم بیماران از جمله محیط های بیولوژیکی است که تغییرات میزان بیومارکرها را در خود منعکس می کند(58).یکی از بیومارکرهای قابل اندازه گیری در سرم مبتلایان به SCC ، گلوتاتیون است که پپتیدی داخل سلولی با اعمال متفاوتی از جمله: سم زدایی، دفاع آنتی اکسیدانی و تعدیل نمودن پرولیفراسیون سلولی می باشد(18). گلوتاتیون دارای دو فرم احیا یا همان GSHو اکسید یا همان GSSG می باشد. پدیده اکسیداسیون – احیا از خصائص ذاتی سلول بوده و گلوتاتیون در این امر نقش اساسی دارد(23). گلوتاتیون که خود یک ترکیب احیا شده است، در واکنش با رادیکال های آزاد و سموم به فرم اکسید خود (GSSG) تبدیل شده با حضور آنزیم گلوتاتیون ردوکتاز و کوفاکتور NADPH مجددأ به فرم احیاء خود باز می گردد. کسر GSH /GSSG از فاکتورهای مهم در ارتباط با تغییرات دائم رادیکال های آزاد اکسیژن می باشد. میزان این کسر در سلول های مختلف، متفاوت بوده، نشان دهنده موقعیت محیط سلول متناسب با فعالیت آن می باشد(23). در حالت عادی نسبت GSH /GSSG در سرم برابر 1/3 می باشد(23). البته این میزان در داخل سلول می تواند تا 1/100 باشد(23). استرس شدید اکسیداتیو سبب انباشتگی GSSG شده و مقدار کسر کاهش می یابد که کاهش مقاومت بدن برای مقابله با رادیکال های آزاد را در پی دارد(23). منظور از استرس اکسیداتیو زمانی است که تعادل بین تولید مواد اکسیدان و آنتی اکسیدان در بدن به نفع اکسیدان ها دچار اختلال شود(24). اختلال در سنتز گلوتاتیون در آسیب شناسی بسیاری از بیماری ها از جمله سرطان نقش دارد. زیرا گلوتاتیون با اثر بر فاکتور نکروز دهنده تومور (TNF – α) در کاهش مرگ ومیر سلولی مؤثر می باشد، به طوریکه کاهش میزان گلوتاتیون در سلول های سرطانی دلیلی بر این ادعاست(59). در مطالعات مختلف نتایجی در مورد رابطه میزان گلوتاتیون سرم و گسترش SCC به دست آمده است. پیش از این افزایش مقادیر گلوتاتیون سرم در Stage سه و چهار نسبت به Stage یک و دو یافت شده است(48). همچنین در مطالعات ایمنوهیستوشیمی بر روی نمونه های بیوپسی SCC دهانی، میزان گلوتاتیون در بافت SCC اندازه گیری شده است(41). در مطالعه دیگری کاهش میزان گلوتاتیون سرم مرتبط با افزایش ریسک سرطان دهان عنوان شده است(46).
هیچ مطالعه ای که نسبت GSH /GSSG و تعادل اکسیدان – آنتی اکسیدان را در سرم بیماران مبتلا به SCC سر و گردن با افراد سالم مقایسه کرده باشد، وجود ندارد. در این مطالعه قصد داریم سطح سرمی گلوتاتیون اکسیده و احیا و نسبت GSH /GSSG و همچنین تعادل اکسیدان – آنتی اکسیدان را در سرم بیماران مبتلا به SCC سر و گردن اندازه گیری و با افراد سالم مقایسه نموده و ارتباط آن را با مرحله بالینی و درجه هیستوپاتولوژی تومور تعیین کنیم. مزیت این مطالعه بر مطالعات قبلی در بررسی نسبت GSH /GSSG می باشد که منعکس کننده برهم کنش سیستم اکسیدان و آنتی اکسیدان بوده و قدرت نظر دادن در مورد استرس اکسیداتیو را دارد نه اینکه صرفأ فعالیت یک آنزیم درگیر در این پروسه را نشان دهد. در صورت وجود ارتباط بین این موارد با مرحله بالینی و درجه هیستوپاتولوژی تومور و تفاوت معنی دار با افراد سالم، می توان پیشنهاد کرد در مطالعات بعدی از اندازه گیری نسبت GSH /GSSG و تعادل اکسیدان – آنتی اکسیدان در تشخیص زود هنگام SCC سر و گردن و کنترل بیماران در جلسات فالوآپ جهت بررسی عود بیماری استفاده شود.
اهداف و فرضیات
هدف کلی: تعیین میزان سرمی گلوتاتیون اکسیده و احیا و تعادل اکسیدان – آنتی اکسیدان در مبتلایان به کارسینوم سلول سنگفرشی سر و گردن و مقایسه آن با افراد سالم
اهداف اختصاصی:
تعیین میزان گلوتاتیون اکسیده و احیاء در سرم مبتلایان به SCC سرو گردن
تعیین تعادل اکسیدان – آنتی اکسیدان در سرم مبتلایان به SCC سرو گردن
تعیین میزان گلوتاتیون اکسیده و احیاء و تعادل اکسیدان – آنتی اکسیدان در سرم افراد سالم
مقایسه میزان گلوتاتیون اکسیده و احیاء و تعادل اکسیدان – آنتی اکسیدان در سرم مبتلایان به SCC سرو گردن با افراد سالم
تعیین رابطه بین میزان گلوتاتیون اکسیده و احیاء سرم و Stage کلینیکی تومور در مبتلایان به SCC سرو گردن
تعیین رابطه بین میزان گلوتاتیون اکسیده و احیاء سرم وG--e هیستوپاتولوژی تومور در مبتلایان به SCC سرو گردن
اهداف کاربردی:
در صورت وجود ارتباط بین نسبت سرمی گلوتاتیون اکسیده و احیاء و تعادل اکسیدان – آنتی اکسیدان در مبتلایان به کارسینوم سلول سنگفرشی سر و گردن با Stage و G--e بیماری، می توان پیشنهاد کرد در مطالعات بعدی از اندازه گیری نسبت GSH /GSSG و تعادل اکسیدان – آنتی اکسیدان در تشخیص زود هنگام SCC سر و گردن و کنترل بیماران در جلسات فلوآپ جهت بررسی عود بیماری استفاده شود.
فرضیات تحقیق:
میزان گلوتاتیون اکسیده و احیاء در سرم مبتلایان به SCC سرو گردن با افراد سالم تفاوت دارد.
تعادل اکسیدان – آنتی اکسیدان در سرم مبتلایان به SCC سرو گردن با افراد سالم تفاوت دارد.
بین میزان گلوتاتیون اکسیده و احیاء سرم و Stage کلینیکی تومور در مبتلایان به SCC سر و گردن، ارتباط وجود دارد.
بین میزان گلوتاتیون اکسیده و احیاء سرم وG--e هیستوپاتولوژی تومور در مبتلایان به SCC سرو گردن ارتباط وجود دارد.
نوع مطالعه
این مطالعه از نوع بررسی مقطعی (Cross Sectional) بود.
محل اجرای طرح
این تحقیق در دانشکده دندانپزشکی مشهد، دانشکده پزشکی مشهد و بیمارستان امید مشهد انجام شد.
جمعیت مورد مطالعه
بیماران مبتلا به کارسینوم سلول سنگفرشی سر و گردن مراجعه کننده به بیمارستان امید مشهد از آبان ماه 1391 تا اردیبهشت ماه 1392 که بیماری آنها از طریق هستیوپاتولوژی ثابت شده و هنوز هیچ درمانی دریافت نکرده بودند و گروه کنترل از افراد سالم داوطلب مراجعه کننده به سازمان انتقال خون مشهد در اردیبهشت ماه 1392 انتخاب شدند.
روش نمونه گیری
نمونه ها به روش غیر احتمالی از نوع مبتنی بر هدف انتخاب شدند.
حجم نمونه
با توجه به اینکه مطالعه مشابه به این طرح تاکنون انجام نشده است، مطالعه حاضر به صورت پایلوت و با وارد کردن 20 نفر مبتلا به کارسینوم سلول سنگفرشی سر و گردن مراجعه کننده به بیمارستان امید مشهد و 20 نفر سالم داوطلب انجام شد.
روش اجرای طرح
برای انجام این طرح که بصورت پایلوت انجام شد، 20 نفر مبتلا به کارسینوم سلول سنگفرشی سر و گردن مراجعه کننده به بیمارستان امید مشهد از آبان ماه 1391 تا اردیبهشت ماه 1392 که بیماری آنها از طریق هیستوپاتولوژی ثابت شده و هنوز هیچ درمانی دریافت نکرده بودند و 20 نفر سالم داوطلب مراجعه کننده به سازمان انتقال خون مشهد در اردیبهشت ماه 1392که آگاهانه حاضر به شرکت در مطالعه بوده و فرم رضایت نامه را امضا کرده بودند( هر دو گروه بیمار و سالم)، انتخاب شدند. همکار متخصص گوش و حلق و بینی، از انجام رضایت مندانه نمونه گیری بیماران قبل از شروع درمان( جراحی یا رادیوتراپی یا شیمی درمانی) اطمینان حاصل نمودند. سپس 5 میلی لیتر خون از هر شخص گرفته شد. برای جمع آوری نمونه سرم، به خون جمع آوری شده در لوله ها، هیچ ماده ضدانعقادی مثل هپارین یا سیترات اضافه نکرده و اجازه داده می شد خون طی مدت 30 دقیقه در دمای 25 درجه سانتی گراد بماند تا لخته تشکیل دهد. سپس خون با دور 2000 به مدت 15 دقیقه در دمای 4 درجه سانتی گراد سانتریفوژ می شد و روی یخ قرار می گرفت و در این مرحله دپروتئینه می شد. با توجه به اینکه اندازه گیری در همان روز نمونه گیری انجام نمی شد( زیرا همه نمونه ها جمع آوری شده و سپس، کیت برای آزمایش مورد استفاده قرار می گرفت) باید سرم دپروتئینه شده در دمای منفی80 درجه سانتی گراد نگهداری می شد. در این صورت نمونه برای حداقل 6 ماه ثابت می ماند. برای اندازه گیری گلوتاتیون، نمونه های سرمی قبل از آزمایش نیازمند دپروتئینه شدن و به غلظت رسیدن هستند. در این آزمایش از سه ماده شیمیایی متافسفریک و تری اتانول آمین( برای دپروتئینه کردن سرم) و وینیل پیریدین( برای به غلظت رساندن گلوتاتیون) استفاده شد.
دپروتئینه شدن:
تقریبأ تمام نمونه های بیولوژیک مورد استفاده برای اندازه گیری GSH ، حاوی مقادیر زیادی پروتئین هستند. لازم است تا آنجا که امکان دارد مقادیر بیشتری پروتئین از نمونه برداشته شود تا از تداخلات ذرات ریز و گروه های سولفیدریل در آزمایش اجتناب شود.
نمونه هایی که کمتر از mg/ml 1 (یک میلی گرم در میلی لیتر) پروتئین داشته و عاری از ذرات ریز هستند، می توانند بی درنگ تحت آزمایش قرار گیرند. به منظور دپروتئینه کردن نمونه های سرم در این طرح به روش زیر عمل می شد:
5 گرم از متافسفریک اسید در 50 میلی لیتر آب حل می شود. این محلول در دمای 25 درجه سانتی گراد برای چهار ساعت با ثبات باقی می ماند.
حجم مساوی با حجم سرم از محلول بالا، به لوله حاوی سرم اضافه می شود.
ورتکس کردن لوله [ ورتکس: ناحیه ای در مایع که بیشترین چرخش و حرکت در آن قسمت وجود داشته و جزء مهمی از جریان گردبادی مایع می باشد.]
لوله حاوی نمونه در دمای اتاق به مدت 5 دقیقه نگهداری می شود.
لوله در دستگاه سانتریفوژ با دور 3000 برای 5 دقیقه قرار می گیرد.
سوپرناتانت( ماده شناور ) حاصله با دقت جدا و به میکروتیوب های 5/1 میلی لیتری انتقال می یابد.
در این مرحله سرم های دپروتئینه با محلول تری اتانول آمین مخلوط می شوند.
ماده حاصله در دمای منفی 80 درجه سانتی گراد فریز می شود.
نمونه ها درست قبل از انجام آزمایش توسط کیت مربوطه، طی فرآیند لیوفیلیزه شدن و با استفاده از وینیل پیریدین به غلظت می رسند.
لیوفیلیزه شدن (Lyophilization):
فرآیند خشک کردن یک نمونه ی در معرض نابودی به منظور ایجاد شرایط مناسب برای انتقال آن. در این فرآیند ماده، منجمد شده و سپس فشار احاطه کننده کاهش می یابد تا به آب منجمد موجود در ماده، اجازه تصعید مستقیم از حالت جامد به حالت گاز داده شود(60).
برای انجام آزمایشات این طرح، طبق پروتکل شرکت سازنده کیت آزمایش گلوتاتیون ( (Cayman Chemical Company به روش اسپکتروفتومتری عمل شد(61). در این آزمایش از گلوتاتیون ردوکتاز برای تعیین GSH (فرم احیاء گلوتاتیون) استفاده می شد. گروه سولفیدریل GSH با 5 و 5- دی تیو- بیس-2- نیتروبنزوئیک اسید (DTNB) واکنش داده و ماده زرد رنگ 5- تیو- 2- نیتروبنزوئیک اسید (TNB) را تولید می کند. دی سولفید مخلوط GSTNB (بین GSH و TNB) که به صورت همزمان تولید می شود، به وسیله گلوتاتیون روکتاز احیا شده تا چرخه مجدد GSH را برقرار نموده و TNB بیشتری تولید کند. میزان تولید TNB مستقیمأ به این واکنش چرخه مجدد بستگی دارد که در واقع باید گفت به غلظت GSH در نمونه بستگی دارد. اندازه گیری میزان جذب TNB در طول موج 405 تا 414 نانومتر، تخمین دقیق GSH در نمونه را فراهم می کند. GSH به آسانی به دایمر دی سولفید GSSG (فرم اکسید گلوتاتیون) اکسیده می شود. GSSG طی احیای هیدروپراکسیدها توسط گلوتاتیون پراکسیداز تولید می شود. GSSG توسط گلوتاتیون رودکتاز به GSH احیا می شود، یعنی همان فرمی که عمدتأ در سیستم های بیولوژیک وجود دارد. از آنجایی که گلوتاتیون رودکتاز در آزمایش Cayman Chemical Company مورد استفاده قرار می گیرد، هم GSH و هم GSSG اندازه گیری می شود.
چرخه ی GSH:

برای اندازه گیری تعادل اکسیدان – آنتی اکسیدان، باید مراحل زیر طبق پروتکل شرکت سازنده کیت آزمایش آنتی اکسیدان (Cayman Chemical Company) روی سرم های دپروتئینه و لیوفیلیزه شده انجام می شد:
1) درون هر چاهک ( محل نمونه ) 10 میکرولیتر از ماده مت میوگلوبین و 150 میکرولیتر ماده رنگزا (کروموژن) ریخته شود.
2) برای شروع واکنش میکرولیتر هیدروژن پراکساید به تمام چاهک ها اضافه شود.
3) پلیت با برچسب پوشیده شده و به مدت 5 دقیقه در دمای اتاق انکوبه شود.
برچسب برداشته شده و میزان جذب نوری نمونه ها در طول موج 450 نانومتر در دستگاه plate reader خوانده شود.

تصویر 2-1: کیت گلوتاتیونGlutathione Assay Kit (Cayman Chemical Company)

تصویر 2-2: کیت آنتی اکسیدان (Antioxidant Assay Kit (Cayman Chemical Company

تصویر 2-3: پلیت آماده شده قبل از قرار گرفتن در دستگاه plate reader

تصویر 2-4: پلیت آماده شده در دستگاه plate reader

تصویر 2-5: نمونه ای از قرائت جذب نوری توسط دستگاه plate reader
اطلاعات پس از جمع آوری وارد نرم افزار SPSS نسخه 16 شده و آنالیز توصیفی با استفاده از جداول و نمودارها و آنالیز تحلیلی با استفاده از تست مقایسه دو میانگین مناسب انجام گرفت.
معیارهای ورود
بیماران مبتلا به کارسینوم سلول سنگفرشی سر و گردن مراجعه کننده به بیمارستان امید مشهد از آبان ماه 1391 تا اردیبهشت ماه 1392 که بیماری آنها از طریق هستیوپاتولوژی ثابت شده و هنوز هیچ درمانی دریافت نکرده بودند و گروه کنترل از افراد سالم داوطلب مراجعه کننده به سازمان انتقال خون مشهد در اردیبهشت ماه 1392 که آگاهانه حاضر به شرکت در مطالعه بودند( هر دو گروه سالم و بیمار) انتخاب شدند.
معیارهای خروج
سوء مصرف روزانه الکل در زمان انجام مطالعه(62)
عملکرد کبدی یا کلیوی مختل( در صورت وجود علائم یا سابقه مشکوک بیماری کبدی یا کلیوی در تاریخچه، از مطالعه خارج می شوند) (62).
عدم رضایت از شرکت در مطالعه(62)
وجو هر گونه ضایعه دهانی در گروه کنترل در زمان انجام مطالعه(62)
شیوه گردآوری اطلاعات
اطلاعات به روش میدانی و آزمایشگاهی گردآوری شدند.
ابزار گردآوری اطلاعات
اطلاعات با استفاده از ابزارهای مشاهده و چک لیست گردآوری شدند.

جدول متغیرها
نام متغیر نقش نوع مقیاس تعریف کاربردی واحد اندازه گیری
گلوتاتیون احیا سرم
وابسته کمی پیوسته نسبتی تری پپتیدی با خواص آنتی اکسیدانی که در سرم قابل اندازه گیری است میکرومولار
گلوتاتیون اکسید سرم وابسته کمی پیوسته نسبتی فرمی از گلوتاتیون که در واکنش با اکسیدان ها تولید می شود و در سرم قابل اندازه گیری است میکرومولار
نسبت گلوتاتیون احیا به اکسید در سرم
وابسته کمی پیوسته نسبتی کسری که نشان دهنده موقعیت محیط سلول متناسب با محیط اطراف آن می باشد تعادل اکسیدان- آنتی اکسیدان در سرم وابسته کمی پیوسته نسبتی به وسیله کاتیون دار نمودن محلول تترا متیل بنزیدین توسط آنزیم پراکسیداز در سرم قابل اندازه گیری است ابتلا به SCC مستقل کیفی اسمی براساس تشخیص بافت شناسی Stage بیماری

وابسته کیفی گسسته رتبه ای I, II, III,IV G--e بیماری وابسته کیفی گسسته رتبه ای I, II, III سن زمینه ای کمی پیوسته نسبتی بر اساس سال شمسی
جنس زمینه ای کیفی اسمی زن/ مرد روش تجزیه و تحلیل داده ها و بررسی آماری
اطلاعات پس از جمع آوری وارد نرم افزار SPSS نسخه 16 شد و آنالیز توصیفی با استفاده از جداول و نمودارها و آنالیز تحلیلی با استفاده از تست مقایسه دو میانگین مناسب ( بر اساس چگونگی توزیع داده ها که نرمال یا غیرنرمال باشند از تست T-test یا من ویتنی) و تست همبستگی اسپیرمن انجام گرفت که سطح معنی داری در تمام آزمون ها 05/0 بود.

ملاحظات اخلاقی
کلیه بیماران برای شرکت در این طرح به صورت آگاهانه فرم رضایت نامه ( ضمیمه1) را مطالعه و در صورت رضایت شخصی آن را امضا کردند.
کلیه اطلاعات پرونده بیماران محرمانه و گزارش آن به صورت کلی بود.
در این مطالعه هیچگونه مداخله درمانی انجام نگرفته و صرفأ یک مطالعه مقطعی بود. با توجه به اینکه افراد سالم داوطلب مراجعه کننده به سازمان انتقال خون450 میلی لیتر خون اهدا می کنند، با کسب اجازه از بیماران 5میلی لیتر از خون آنها برای انجام آزمایشات به کار رفت. در مورد بیماران نیز 5میلی لیتر خون در صورت رضایت گرفته شد.
از میان کدهای 26 گانه اخلاقی، کد شماره 2 مرتبط با موضوع این پژوهش است.
الف. اطلاعات دموگرافیک و بالینی افراد مورد مطالعه
در این مطالعه 40 نفر شرکت داشته اند که 20 نفر آنها مبتلا به کارسینوم سلول سنگفرشی سر و گردن و 20 نفر افراد سالم می باشند.
جنس: در کل افراد مورد مطالعه، 28 نفر مذکر و 12 نفر مونث بودند. در گروه سالم 19 نفر مذکر و 1 نفر مونث بودند. در گروه بیمار 9 نفر مذکر و 11 نفر مونث بودند (جدول3-1).
سن: میانگین سنی بیماران 5/60 سال و میانگین سنی افراد سالم 25/49 سال بود. حداقل و حداکثر سن 35 و 85 سال بود. میانگین سنی کل افراد مورد مطالعه44/11 ± 87/54 سال بود (نمودار3-1) .
محل ضایعه: در بیماران مورد مطالعه محل تومور در 2 نفر کف دهان، 6 نفر زبان، 6 نفر حنجره و 6 نفر سایر نواحی مخاط دهان بود.
مرحله بالینی تومور((stage : 5 نفر از این بیماران در مرحله I ، 7 نفر در مرحله II و 8 نفر در مرحله III بیماری بودند.
درجه هیستوپاتولوژی تومور(g--e) : 2 نفر از این بیماران درجه I ، 16 نفر درجه II و 2 نفردرجه III داشتند.
جدول3-1: توزیع فراوانی جنسیت در گروه های مورد مطالعه
جنسیت گروه های مورد مطالعه نتیجه آزمون
کای دو
سالم بیمار تعداد درصد تعداد درصد مذکر 19 0/95 9 0/45 001/0
مونث 1 0/5 11 0/55 کل 20 0/100 20 0/100 نتیجه آزمون کای دو نشان میدهد که ارتباط معنی داری بین جنسیت و گروه های مورد مطالعه وجود دارد
(001/0=P) و در گروه سالم 0/95 درصد مذکر بوده اند در حالی که این میزان در گروه بیمار 0/45 درصد بوده
است.

نمودار3-1: توزیع سن در گروه های مورد مطالعه
نتیجه آزمون t ی مستقل نشان میدهد که توزیع سن در گروه های بیمار و سالم تفاوت معنی داری دارند (001/0=P).
ب. نتایج آنالیز متغیرهای مورد مطالعه به تفکیک گروه های بیمار و سالم
نتایج مطالعه نشان داد:
میزان گلوتاتیون توتال در گروه های بیمار(51/1 ± 75/6) و سالم(02/2 ± 92/8) تفاوت معنی داری دارد(001/0> P) (نمودار 3-2).

نمودار 3-2: میزان گلوتاتیون توتال در گروه های بیمار و سالم
.B میزان GSSG در گروه های بیمار(65/0 ± 10/5) و سالم(92/1 ± 22/5) تفاوت معنی داری ندارد
(796/0=P) (نمودار 3-3).

نمودار 3-3: میزان GSSG در گروه های بیمار و سالم
. C میزان GSH در گروه های بیمار(29/1 ± 064/1) و سالم(34/2 ± 069/3) تفاوت معنی داری دارد
(002/0=P) (نمودار 3-4).

نمودار 3-4: میزان GSH در گروه های بیمار و سالم
D . نسبت GSH/GSSG در گروه های بیمار(24/0 ± 322/0) و سالم(94/0 ± 920/0) تفاوت معنی داری
دارد (011/0=P) (نمودار 3-5).

نمودار 3-5: نسبت GSH/GSSG در گروه های بیمار و سالم
.E تعادل اکسیدان – آنتی اکسیدان در گروه های بیمار(12/0 ± 11/1) و سالم(07/0 ± 07/1)
تفاوت معنی داری ندارد (266/0=P) (نمودار3-6).

نمودار 3-6: میزان تعادل اکسیدان-آنتی اکسیدان در گروه های بیمار و سالم
جدول3-2: توزیع متغیرهای مورد مطالعه به تفکیک گروههای بیمار و سالم
متغیر ها
گروه های مورد مطالعه نتیجه آزمون
بیمار سالم میانگین ± انحراف استاندارد میانگین±انحراف استاندارد Total Glutathion 51/1 ± 75/6 02/2 ± 92/8 001/0> P
GSSG 65/0 ± 10/5 92/1 ± 22/5 796/0= P
GSH 29/1 ± 64/1 34/2 ± 69/3 002/0= P
GSH/GSSG 24/0 ± 322/0 94/0 ± 92/0 011/0= P
تعادل اکسیدان-آنتی اکسیدان 12/0 ± 11/1 07/0 ± 07/1 266/0= P
نتیجه آزمون t ی مستقل نشان میدهد که سطح GSSG و تعادل اکسیدان-آنتی اکسیدان در گروه های بیمار و سالم تفاوت معنی داری ندارند(796/0=P و 266/0=P). اما سطح Total Glutathion ، GSH و GSH/GSSG در گروه های بیمار و سالم تفاوت معنی داری دارند (001/0> P ، 002/0= P و 011/0=P ).
ج. نتایج آنالیز متغیرهای مورد مطالعه در ارتباط با مرحله بالینی و درجه تومور
ارتباط متغیرهای مورد مطالعه و مرحله بالینی تومور(جدول 3-3)
نتیجه آزمون آنالیز واریانس نشان داد:
در بیماران بین میزان گلوتاتیون توتال با مرحله بالینی تومور ارتباط معنی داری وجود ندارد
(415/0=P).
در بیماران بین میزان GSSGو مرحله بالینی تومور ارتباط معنی داری وجود ندارد(077/0=P).
در بیماران بین میزان GSHو مرحله بالینی تومور ارتباط معنی داری وجود ندارد(907/0=P).
در بیماران بین نسبت GSH/GSSG و مرحله بالینی تومور ارتباط معنی داری وجود ندارد(994/0=P).
در بیماران بین تعادل اکسیدان-آنتی اکسیدان و مرحله بالینی تومور ارتباط معنی داری وجود ندارد(907/0=P).
جدول 3-3: بررسی ارتباط بین متغیرهای مورد مطالعه و مرحله بالینی تومور
متغیرهای مورد مطالعه مرحله بالینی سطح معنی داری
I II III میانگین ± انحراف استاندارد میانگین ± انحراف استاندارد میانگین ± انحراف استاندارد Total Glutathion 98/1 ± 44/7 88/0 ± 23/6 63/1 ± 77/6 415/0= P
GSSG 60/0 ± 58/5 28/0 ± 73/4 77/0 ± 13/5 077/0= P
GSH 85/1 ± 85/1 97/0 ± 50/1 31/1 ± 63/1 907/0= P
GSH/GSSG 32/0 ± 33/0 21/0 ± 32/0 25/0 ± 31/0 994/0= P
تعادل اکسیدان-آنتی اکسیدان 08/0 ± 12/1 14/0 ± 14/1 13/0 ± 07/1 593/0= P
ارتباط متغیرهای مورد مطالعه و درجه هیستوپاتولوژی تومور(جدول 3-4)
نتیجه آزمون آنالیز واریانس نشان داد:
در بیماران بین میزان گلوتاتیون توتال با درجه تومور ارتباط معنی داری وجود ندارد(431/0=P).
در بیماران بین میزان GSSG با درجه تومور ارتباط معنی داری وجود ندارد(374/0=P).
در بیماران بین میزان GSH با درجه تومور ارتباط معنی داری وجود ندارد(302/0=P).
در بیماران بین نسبت GSH/GSSG با درجه تومور ارتباط معنی داری وجود ندارد(233/0=P).
در بیماران بین تعادل اکسیدان-آنتی اکسیدان با درجه تومور ارتباط معنی داری وجود ندارد(558/0=P).
23812573660جدول 3-4: بررسی ارتباط بین متغیرهای مورد مطالعه و درجه تومور
00جدول 3-4: بررسی ارتباط بین متغیرهای مورد مطالعه و درجه تومور

متغیرهای مورد مطالعه درجه سطح معنی داری
I II III میانگین ± انحراف استاندارد میانگین ± انحراف استاندارد میانگین ± انحراف استاندارد Total Glutathion 09/1 ± 33/6 56/1 ± 63/6 11/1 ± 08/8 431/0= P
GSSG 18/0 ± 47/4 67/0 ± 18/5 76/0 ± 11/5 374/0= P
GSH 27/1 ± 85/1 31/1 ± 45/1 34/0 ± 96/2 302/0= P
GSH/GSSG 301/0 ± 42/0 24/0 ± 27/0 01/0 ± 58/0 233/0= P
تعادل اکسیدان-آنتی اکسیدان 04/0 ± 08/1 12/0 ± 10/1 19/0 ± 20/1 558/0= P
به جهت تایید نتایج آزمون آنالیز واریانس، آنالیز متغیرهای مورد مطالعه در ارتباط با مرحله بالینی و درجه تومور علاوه بر آنالیز واریانس توسط ضریب همبستگی اسپیرمن نیز انجام شد. نتیجه ضریب همبستگی اسپیرمن نشان می دهد که در گروه بیماران بین سطح Total Glutathion ، GSSG، GSH ، GSH/GSSG و تعادل اکسیدان-آنتی اکسیدان با مرحله بالینی و درجه تومور رابطه معنی داری وجود ندارد (جدول 3-5).
جدول 3-5: بررسی ارتباط بین متغیرهای مورد مطالعه با مرحله بالینی و درجه تومور
متغیرهای مورد مطالعه مرحله بالینی درجه
ضریب همبستگی سطح معنی داری ضریب همبستگی سطح معنی داری
Total Glutathion 067/0- 778/0 291/0 213/0= P
GSSG 143/0- 547/0 272/0 247/0= P
GSH 070/0- 770/0 155/0 514/ 0= P
GSH/GSSG 019/0- 936/0 116/0 625/0= P
تعادل اکسیدان-آنتی اکسیدان 200/0- 398/0 165/0 487/0= P
در نمودار های 3-7 تا 3-16 سطح Total Glutathion ، GSSG، GSH ، GSH/GSSG و تعادل اکسیدان-آنتی اکسیدان در مقابل مرحله بالینی و درجه تومور رسم شده است که نمودارهای ذیل نیز نشان دهنده عدم وجود ارتباط بین سطح Total Glutathion ، GSSG، GSH ، GSH/GSSG و تعادل اکسیدان-آنتی اکسیدان با مرحله بالینی و درجه تومور میباشند.

نمودار3-7: توزیع سطح Total Glutathion بر حسب Stage

نمودار3-8: توزیع GSSG بر حسب Stage

نمودار3-9: توزیع GSH بر حسب Stage

نمودار3-10: توزیع GSH/GSSGبر حسب Stage

نمودار3-11: توزیع سطح تعادل اکسیدان-آنتی اکسیدان بر حسب Stage

نمودار3-12: توزیع سطح Total Glutathion بر حسب G--e

نمودار3-13: توزیع GSSG بر حسب G--e

نمودار3-14: توزیع GSH بر حسب G--e

نمودار3-15: توزیع GSH/GSSG بر حسب G--e

نمودار3-16: توزیع تعادل اکسیدان-آنتی اکسیدان بر حسب G--e
د. نتایج آنالیز متغیرهای مورد مطالعه بر حسب محل تومور
در بیماران بین متغیرهای مورد مطالعه با محل تومور ارتباط معنی داری وجود نداشت (جدول 3-6).
جدول 3-6: توزیع متغیرهای مورد مطالعه بر حسب محل تومور
متغیرهای مورد مطالعه محل تومور نتیجه آزمون
کف دهان زبان حنجره مخاط سایر نواحی دهان میانگین ± انحراف استاندارد میانگین ± انحراف استاندارد میانگین ± انحراف استاندارد میانگین ± انحراف استاندارد Total Glutathion 31/1 ± 15/6 12/2 ± 85/6 36/1 ± 15/6 907/0 ± 43/7 503/0= P
GSSG 815/0 ± 68/5 76/0 ± 05/5 45/0 ± 00/5 75/0 ± 07/5 669/0= P
GSH 50/0 ± 47/0 66/1 ± 80/1 13/1 ± 14/1 88/0 ± 36/2 220/0= P
GSH/GSSG 07/0 ± 077/0 28/0 ± 34/0 20/0 ± 22/0 19/0 ± 48/0 133/0= P
تعادل اکسیدان-آنتی اکسیدان 054/0 ± 26/1 07/0 ± 08/1 18/0 ± 15/1 057/0 ± 05/1 142/0= P
نتیجه آزمون آنالیز واریانس نشان میدهد که بین سطح Total Glutathion ، GSSG، GSH ، GSH/GSSG و تعادل اکسیدان-آنتی اکسیدان با محل تومور ارتباط معنی داری وجود ندارد (503/0=P و 669/0= P ،220/0=P ،133/0=P و 142/0=P).
ه. تعدیل اثر سن و جنس بر متغیرهای مورد مطالعه
با توجه به اینکه سن و جنس در دو گروه تفاوت معنی داری با یکدیگر دارند به منظور تعدیل اثر این متغیرها در بررسی ارتباط بین SCC و سطح اکسیدان-آنتی اکسیدان، GSSG، GSH و GSH/GSSG از مدلهای خطی عمومی استفاده کرده (جدول 3-7) و نتیجه آن نشان میدهد که با تعدیل اثر سن و جنس، ارتباط معنی داری بین SCC با سطح اکسیدان-آنتی اکسیدان، GSSG و GSH وجود ندارد(224/0= P و 084/0= P ،296/0=P). اما بین SCC و GSH/GSSG ارتباط معنی داری وجود دارد (042/0=P).
جدول 3-7: نتیجه مدلهای خطی عمومی به منظور تعدیل اثر متغیرهای سن و جنس در بررسی ارتباط بین SCC و سطح Total Glutathion ، GSSG، GSH ، GSH/GSSG و تعادل اکسیدان – آنتی اکسیدان
متغیر وابسته متغیرهای مستقل ضریب مدل فاصله اطمینان 95% سطح معنی داری
Total Glutathion گروه(مورد) 49/2- (037/0-، 140/4- ) 004/0= P
گروه(شاهد) 0 - -
جنسیت(مذکر) 033/1- (53/0، 59/2- ) 188/0= P
جنسیت(مونث) 0 - -
سن 017/0- (044/0، 079/0- ) 566/0= P
GSSG گروه(مورد) 411/0- (958/0، 779/1- ) 546/0= P
گروه(شاهد) 0 - -
جنسیت(مذکر) 453/0- (843/0، 749/1- ) 483/0= P
جنسیت(مونث) 0 - -
سن 006/0 (057/0، 045/0- ) 816/0= P
GSH گروه(مورد) 079/2- (295/0-، 863/3- ) 024/0= P
گروه(شاهد) 0 - -
جنسیت(مذکر) 58/0- (109/1، 270/2- ) 491/0= P
جنسیت(مونث) 0 - -
سن 023/0- (043/0، 090/0- ) 478/0= P
GSH/GSSG گروه(مورد) 553/0- (104/0، 209/1-) 097/0= P

user8342

C گرمای ویژه، J/ kg d جهت گام بهینه
eRMS خطای RMS
k هدایت گرمایی بافت، W/m °C
Ns تعداد سنسورها
n بردار عمود بر سطح
q شار حرارتی W/m2q'''m نرخ تولید گرمای متابولیک W/m3R شعاع سر m
S تابع هدف
Tدما KTa0 دمای مرکزی بدن Kt زمان sWb نرخ خون تزیق وریدی kg/(mas)Y دمای مورد نظر(اندازهگیری شده)
Greek letters a نفوذپذیری گرمایی m2/sβ اندازه گام حل
γ ضریب الحاقی


ε پارامتر توقف
θ زمان بیبعد
λ متغیر مسئله حساسیت
ρ چگالی بافت زنده kg/m3b خون
r* مشتق نسبت به r*
z* مشتق نسبت به z*η مشتق نسبت به ηξ مشتق نسبت به ξSuperscripts k تعداد تکرارها

فهرست مطالب
عنوانشماره صفحه
TOC o h z u فصل اول: مقدمه PAGEREF _Toc418272714 h 11-1 مقدمه: PAGEREF _Toc418272715 h 21-2- تاریخچه: PAGEREF _Toc418272716 h 7فصل دوم: بررسی روش‌های بهینه‌سازی توابع PAGEREF _Toc418272717 h 152-1 مسائل بهینه‌سازی PAGEREF _Toc418272718 h 162-2 دسته‌بندی روش‌های بهینه‌سازی PAGEREF _Toc418272719 h 172-3 راه‌حل کلی PAGEREF _Toc418272720 h 182-4 نرخ هم‌گرائی PAGEREF _Toc418272721 h 192-5-1 محاسبه گرادیان PAGEREF _Toc418272722 h 222-5-2 تعیین طول گام بهینه در جهت کاهش تابع PAGEREF _Toc418272723 h 232-6 معیار هم‌گرائی PAGEREF _Toc418272724 h 242-7 روش کاهش سریع PAGEREF _Toc418272725 h 252-8 مقدمه ای بر روش انتقال حرارت معکوس PAGEREF _Toc418272726 h 252-8-1 مقدمه PAGEREF _Toc418272727 h 252-8-2 مشکلات حل مسائل انتقال حرارت معکوس PAGEREF _Toc418272728 h 272-8-3 ارزیابی روش‌های مسائل معکوس حرارتی PAGEREF _Toc418272729 h 312-8-4 تکنیک‌های حل مسائل انتقال حرارت معکوس PAGEREF _Toc418272730 h 322-8-5 تکنیک I PAGEREF _Toc418272731 h 342-8-5-1 شرح تکنیک PAGEREF _Toc418272732 h 342-8-5-2 روش‌های محاسبه ضرایب حساسیت PAGEREF _Toc418272733 h 372-8-6 تکنیک II PAGEREF _Toc418272734 h 382-8-6-1 متد گرادیان مزدوج PAGEREF _Toc418272735 h 382-8-6-2 الگوریتم محاسباتی تکنیک دوم PAGEREF _Toc418272736 h 442-8-6-3 اندازه‌گیری پیوسته PAGEREF _Toc418272737 h 452-8-7 تکنیک III PAGEREF _Toc418272738 h 462-8-7-1 روش گرادیان مزدوج با مسئله اضافی جهت تخمین پارامترها PAGEREF _Toc418272739 h 462-8-7-2 الگوریتم محاسباتی تکنیک سوم PAGEREF _Toc418272740 h 492-8-8 تکنیک IV PAGEREF _Toc418272741 h 502-8-8-1 گرادیان مزدوج با مسئله الحاقی برای تخمین توابع PAGEREF _Toc418272742 h 502-8-8-2 الگوریتم محاسباتی تکنیک چهارم PAGEREF _Toc418272743 h 52فصل سوم: مدل ریاضی PAGEREF _Toc418272744 h 543-1 مقدمه PAGEREF _Toc418272745 h 553-2 مدل‌های هدایت گرمایی PAGEREF _Toc418272746 h 553-2-1 مدل پنز PAGEREF _Toc418272747 h 553-2-2 مدل چن هلمز [26] PAGEREF _Toc418272748 h 60فصل چهارم: تخمین شار حرارتی گذرا در حالت متقارن محوری PAGEREF _Toc418272749 h 614-1- فیزیک مسئله PAGEREF _Toc418272750 h 624-2- محاسبه توزیع دما در حالت گذرا PAGEREF _Toc418272751 h 63در این بخش به بررسی روش حل معادلات انتقال حرارت متقارن محوری در حالت گذرا پرداخته میشود. PAGEREF _Toc418272752 h 634-2-1 معادله حاکم PAGEREF _Toc418272753 h 634-2-2- معادلات حاکم در دستگاه مختصات عمومی PAGEREF _Toc418272754 h 644-2-3- متریک ها و ژاکوبین های تبدیل PAGEREF _Toc418272755 h 654-2-4 تبدیل معادلات از صفحه فیزیکی به صفحه محاسباتی PAGEREF _Toc418272756 h 674-2-5- گسسته سازی معادلات PAGEREF _Toc418272757 h 694-2-6 شرایط مرزی مسئله PAGEREF _Toc418272758 h 714-3 مسئله معکوس PAGEREF _Toc418272759 h 744-3-1 مسئله حساسیت PAGEREF _Toc418272760 h 754-3-2 مسئله الحاقی PAGEREF _Toc418272761 h 764-3-3 معادله گرادیان PAGEREF _Toc418272762 h 764-3-4 روش تکرار PAGEREF _Toc418272763 h 774-5: تخمین شار حرارتی مجهول در مدل سه لایه PAGEREF _Toc418272764 h 774-5-1 معادله حاکم PAGEREF _Toc418272765 h 784-5-2 شرایط مرزی مساله PAGEREF _Toc418272766 h 784-5-3 مسئله معکوس PAGEREF _Toc418272767 h 804-5-3-1 مسئله حساسیت PAGEREF _Toc418272768 h 804-5-3-2 مسئله الحاقی PAGEREF _Toc418272769 h 81فصل پنجم: نتایج PAGEREF _Toc418272770 h 82نتیجه گیری: PAGEREF _Toc418272771 h 94پیوست الف PAGEREF _Toc418272772 h 95پیوست ب PAGEREF _Toc418272773 h 96اعتبارسنجی حل مستقیم PAGEREF _Toc418272774 h 96مراجع: PAGEREF _Toc418272775 h 115
فهرست جداول
جدول2-1- دسته‌بندی روش‌های بهینه‌سازی18
جدول 4-1. خواص لایه های استفاده شده79
جدول5-1. خطایRMS برای توابع مختلف در نظر گرفته شده برای شار حرارتی88

فهرست اشکال
شکل 2-1- نمودار روند بهینه‌سازی تابع هدف19
شکل 2-2- جهت‌های سریع‌ترین افزایش21
شکل3-1. المان در نظر گرفته‌شده برای به دست آوردن معادله انتقال حرارت زیستی پنز56
شکل 4-1 نمایش فیزیک مسئله62
شکل 4-2 - نمایش صفحه مختصات فیزیکی و محاسباتی64
شکل 4-3-نمایش گره مرکزی و هشت گره همسایه آن70
شکل 4-4- نمایش صفحه محاسباتی71
شکل 4-5- نمایش شرایط مرزی در صفحه فیزیکی71
شکل 4-6- نمایش مساله سه لایه در صفحه محاسباتی78
شکل 4-7- نمایش هندسه مساله متشکل از سه لایه مختلف بافت مغز، استخوان و پوست سر80
شکل5-1 شبکه مورد استفاده در حل مسئله و موقعت سنسورها83
شکل 5-2. مقایسه شار حرارتی محاسبه شده با شار حرارتی دقیق که بهصورت تابع خطی میباشد85
شکل 5-3. مقایسه شار حرارتی محاسبه شده با شار حرارتی دقیق که بهصورت تابع پله میباشد85
شکل 5-4. مقایسه شار حرارتی محاسبه شده با شار حرارتی دقیق که بهصورت تابعی ترکیبی از sin و cos میباشد86
شکل5-5. مقایسه شار حرارتی محاسبه شده با استفاده از داده های نویزدار با شار حرارتی دقیق که بهصورت تابع خطی میباشد86
شکل 5-6. مقایسه شار حرارتی محاسبه شده با استفاده از داده های نویزدار با شار حرارتی دقیق که بهصورت تابع پلهای میباشد87
شکل5-7. مقایسه شار حرارتی محاسبه شده با استفاده از داده های نویزدار با شار حرارتی دقیق که بهصورت تابعی ترکیبی از sin و cos میباشد87
شکل 5-8. مقایسه شار حرارتی محاسبه شده با شار حرارتی دقیق که بهصورت تابع خطی میباشد89
شکل 5-9. مقایسه شار حرارتی محاسبه شده با شار حرارتی دقیق که بهصورت تابع پله میباشد89
شکل 5-10. مقایسه شار حرارتی محاسبه شده با شار حرارتی دقیق که بهصورت تابع سینوس و کسینوس میباشد90
شکل 5-11. مقایسه شار حرارتی محاسبه شده با استفاده از داده های نویزدار با شار حرارتی دقیق که بهصورت تابع خطی میباشد90
شکل 5-12. مقایسه شار حرارتی محاسبه شده با استفاده از داده های نویزدار با شار حرارتی دقیق که بهصورت تابع پله میباشد91
شکل 5-13. مقایسه شار حرارتی محاسبه شده با استفاده از داده های نویزدار با شار حرارتی دقیق که بهصورت تابع سینوس-کسینوس میباشد91
شکل 5-14. مقایسه دمای محاسبه شده و دمای دقیق.92
شکل 5-15. شار محاسبه شده92
ضمائم:
شکل1- هندسه مستطیلی با شرایط مرزی دما ، عایق و شار حرارت96
شکل2- مقایسه منحنی‌های توزیع دمای گره 1 پس از 12 ثانیه97
شکل3- مقایسه منحنی‌های توزیع دمای گره 2 پس از 12 ثانیه98
شکل4- مقایسه منحنی‌های توزیع دمای گره 4 پس از 12 ثانیه98
شکل5- مقایسه منحنی‌های توزیع دمای گره 5 پس از 12 ثانیه99
شکل6- مقایسه منحنی‌های توزیع دمای گره7 پس از 12 ثانیه99
شکل7- مقایسه منحنی‌های توزیع دمای گره 8 پس از 12 ثانیه100
شکل8- هندسه منحنی با شرایط مرزی عایق و شار حرارتی101
شکل9- مقایسه منحنی توزیع دما برای گره میانی پس از 60 ثانیه101
شکل 10- نمایش هندسه منحنی متشکل از سه لایه مختلف آزبست ، فولاد و آلومینیم102
شکل 11- نمایش کانتورهای توزیع دمای کد حاضر برای مسئله چندلایه103
شکل 12- نمایش کانتورهای توزیع دمای FLUENT برای مسئله چندلایه103
شکل 13- نمایش شبکه 30*30104
شکل 14- نمایش شبکه 40*40105
شکل 15- نمایش شبکه 50*50105
شکل 16- نمایش کانتورهای توزیع دما برای شبکه 30*30 در مسئله یک‌لایه106
شکل 17- نمایش کانتورهای توزیع دما برای شبکه 30*30 در مسئله دولایه106
شکل 18- نمایش کانتورهای توزیع دما برای شبکه 30*30 در مسئله سه لایه107
شکل 19- نمایش کانتورهای توزیع دما برای شبکه 40*40 در مسئله یک‌لایه107
شکل 20- نمایش کانتورهای توزیع دما برای شبکه 40*40 در مسئله دولایه108
شکل 21- نمایش کانتورهای توزیع دما برای شبکه 40*40 در مسئله سه لایه108
شکل 22- نمایش منحنیهای توزیع دمای گره میانی در مسئله یک‌لایه109
شکل 23- نمایش منحنیهای توزیع دمای گره میانی در مسئله دولایه110
شکل 24- نمایش منحنیهای توزیع دمای گره میانی در مسئله سه لایه110
شکل 25- نمایش کانتورهای توزیع دمای کد حاضر برای هندسه نامنظم با تقارن محوری111
شکل 26- نمایش کانتورهای توزیع دمای FLUENT برای هندسه نامنظم با تقارن محوری112
شکل 27- نمایش کانتورهای توزیع دمای کد حاضر113
شکل 28- نمایش منحنیهای توزیع دمای مرکز کره113
شکل 29- نمایش منحنیهای توزیع دمای نقطهای که در موقعیت r=5 cm قرارگرفته114
شکل 30- نمایش منحنیهای توزیع دمای نقطهای که بر روی سطح کره قرارگرفته است114
فصل اول: مقدمه1-1 مقدمه: توسعه کامپیوتر و ابزار محاسباتی، رشد روش‌های عددی را برای مدل‌سازی پدیده‌های فیزیکی تسریع کرده است. برای مدل‌سازی یک پدیده فیزیکی به یک مدل ریاضی و یک روش حل نیاز است. مدل‌سازی مسائل هدایت حرارتی نیز بهمانند دیگر پدیده‌های فیزیکی با حل معادلات حاکم امکان‌پذیر است. برای حل مسائل هدایت حرارتی به اطلاعات زیر نیاز داریم:
هندسه ناحیه حل
شرایط اولیه
شرایط مرزی (دما یا شار حرارتی سطحی)
خواص ترموفیزیکی
محل و قدرت منبع حرارتی درصورتی‌که وجود داشته باشند.
پس از حل معادلات حاکم توزیع دما در داخل ناحیه حل به دست میآید. این نوع مسائل را مسائل مستقیم حرارتی می‌گوییم. روش‌های حل مسائل مستقیم از سال‌ها پیش توسعه‌یافته‌اند. این روش‌ها شامل حل مسائلی با هندسه پیچیده و مسائل غیرخطی نیز میگردند. علاوه بر این پایداری و یکتایی این روش‌ها نیز بررسی‌شده است. روش‌های اولیه عمدتاً بر مبنای حل‌های تحلیلی بودهاند.
این روش‌ها بیشتر برای مسائل خطی و با هندسه‌های ساده قابل‌استفاده هستند. برعکس، روش‌های عددی دارای این محدودیت نبوده و برای کاربردهای مهندسی بیشتر موردتوجه هستند.
دسته دیگر از این مسائل که در دهه‌های اخیر موردتوجه قرارگرفته‌اند، مسائل معکوس حرارتی هستند. در این نوع از مسائل یک یا تعدادی از اطلاعات موردنیاز برای حل مستقیم، دارای مقدار معلومی نمی‌باشند و ما قصد داریم از طریق اندازه‌گیری دما در یک یا چند نقطه از ناحیه موردنظر، به تخمین مقادیر مجهول بپردازیم.
به‌طورکلی می‌توان گفت که در مسائل مستقیم حرارتی، علت(شار حرارتی، هندسه و...) معلوم، و هدف یافتن معلول(میدان دما) است. اما در مسائل معکوس حرارتی، معلول(دما در بخش‌ها و یا تمام میدان)، معلوم است، و هدف یافتن علت (شار حرارتی، هندسه و...) است.
مسائل انتقال حرارت معکوس که IHTP نیز نامیده می‌شوند با استناد بر اندازه‌گیری‌های دما و یا شار حرارتی، کمیت‌های مجهولی را که در آنالیز مسائل فیزیکی در مهندسی گرمایی ظاهر می‌شوند، تخمین می‌زنند. به‌عنوان‌مثال، در مسائل معکوسی که با هدایت حرارت مرتبط می‌باشند، با استفاده از اندازه‌گیری دما در جسم می‌توان شار حرارتی مرز را اندازه‌گیری نمود. این در حالی است که در مسائل هدایت حرارت مستقیم با داشتن شار حرارتی، میدان دمای جسم مشخص می‌شود. یکی از مهم‌ترین مزایای IHTP همکاری بسیار نزدیک میان تحقیقات آزمایشگاهی و تئوری است. به‌عنوان‌مثال در تحقیقات آزمایشگاهی با استفاده از حس‌گر می‌توان دمای جسم را تعیین نمود. این دما به‌عنوان داده‌های ورودی معادلات تئوری برای اندازه‌گیری شار حرارتی مورداستفاده قرار می‌گیرد. درنتیجه جواب‌های به‌دست‌آمده از روابط تئوری تطابق بسیار خوبی با جواب‌های حقیقی خواهند داشت.
هنگام حل IHTP همواره مشکلاتی وجود دارد که باید تشخیص داده شوند. به علت ناپایداری جواب‌های IHTP، این مسائل ازلحاظ ریاضی در گروه مسائل بدخیم دسته‌بندی می‌شوند. به‌عبارت‌دیگر، به‌واسطه وجود خطاهای اندازه‌گیری در آزمایش‌ها، ممکن است جواب کاملاً متفاوتی به دست آید. برای غلبه بر این مشکلات روش‌هایی پیشنهاد داده‌شده‌اند که حساسیت جواب مسئله به خطای موجود در داده‌های ورودی را کمتر می‌کند. ازجمله این روش‌ها می‌توان به استفاده از دماهای زمانه‌ای بعدی، فیلترهای هموارسازی دیجیتالی اشاره نمود.
در سالهای اخیر تمایل به استفاده از تئوری و کاربرد IHTP رو به افزایش است. IHTP ارتباط بسیار نزدیکی با بسیاری از شاخه‌های علوم و مهندسی دارد. مهندسان مکانیک، هوافضا، شیمی و هسته‌ای، ریاضی‌دانان، متخصصان فیزیک نجومی، فیزیکدانان و آماردانان همگی با کاربردهای متفاوتی که از IHTP در ذهن دارند، به این موضوع علاقه‌مند می‌باشند.
مغز در داخل استخوان جمجمه و نخاع در داخل ستون فقرات جای گرفته است. سه پرده که درمجموع منژ نامیده میشوند، مغز و نخاع را از اطراف محافظت می‌کنند. مغز بیشترین انرژی بدن را مصرف میکند و منطقهی گرمی از بدن است. وزن مغز زن و مرد باهم متفاوت است. خوب است بدانیم که هنگام سکته مغزی فشار داخل جمجمه بالا می‌رود و داخل مغز به‌شدت گرم می‌شود پس باید به‌سرعت از فشار داخل جمجمه کاست تا بیمار دچار آسیب بیشتر نشود. همچنین، تخمین زده می‌شود در مغز انسان حدود یک‌صد میلیارد سلول عصبی یا نرون فعالیت می‌کنند . نرون یا سلول عصبی بر اساس مکانیسم الکتروشیمیایی فعالیت می‌کند ، اختلاف‌پتانسیل ناشی از افزایش و کاهش بار الکتریکی در یک نرون که از منفی 70 میلی ولت تا مثبت 70 میلی ولت در نوسان است باعث رها شدن یا ریلیز مواد مخدر طبیعی یا همان ناقل‌های عصبی از انتهای سلول عصبی یا آکسون می‌شود. فعالیت الکتریکی یک‌صد میلیارد سلول عصبی ، حرارت بسیار زیادی تولید می‌کند.
مغز برای خنک کردن خود نیاز به یک سیستم خنک‌کننده قوی دارد. در مغز انسان حدود 16 هزار کیلومتر رگ و مویرگ خونی وجود دارد. یکی از وظایف اصلی این سیستم علاوه بر تأمین سوخت میلیاردها سلول ،خنک کردن مغز است. به عبارتی حرارت مغز توسط این سیستم جذب می‌شود و با گردش خود درجاهایی مثل پیشانی، صورت و گوش‌ها آزاد می‌شود و خنک می‌شود. مصرف سیگار با افزایش غلظت خون باعث می‌شود تا حرکت خون در این مویرگ‌ها سخت شود و عملیات سوخت‌رسانی و خنک کردن مغز به‌درستی انجام نشود. به عبارتی افراد سیگاری مغزشان داغ‌تر از افراد غیر سیگاری است و سوخت کمتری به مغزشان می‌رسد. ریزش مو و دیرخواب رفتن یکی از نتایج بالا بودن دمای مغز است. اختلال در عملکرد سلول‌های عصبی و به دنبال آن اختلال در آزادسازی ناقل‌های عصبی و کنترل سیستم هورمونی از دیگر نتایج این وضعیت است.
از سوی دیگر، چندی پیش پزشکان برای نجات نوزادی از روش خنک کردن مغز استفاده  کردند که در نوع خودش بی‌نظیر و شگفت‌انگیز بود. نوزاد انگلیسی که هنگام تولد بند ناف به دور گردنش پیچیده شده بود و نفس نمی‌کشید، (اکسیژن کافی به مغزش نمی‌رسید) با فن خنک کردن مغز (به مدت 3روز) به زندگی بازگشت. پزشکان برای کم کردن نیاز مغز این نوزاد به اکسیژن، با استفاده از گاز زنون مغز او را سرد کرند. برای این کار از دستگاه جدیدی استفاده شد. آنان با جای دادن آلتی در مغز نوزاد، سر نوزاد را خنک نگه داشتند.نوزاد که مغزش به مدت 3 روز با این تکنیک خنک نگه‌داشته شد؛ در حال حاضر، در آغوش مادرش به زندگی لبخند میزند.
ممکن است که تقلا برای خوابیدن، بعد از یک روز خسته‌کننده با سرشماری گوسفندان یا خوردن قرصهای خواب هم چندان مؤثر نباشد، اما پژوهشگران دانشکده پزشکی پتینزبورگ در آخرین اجلاس «خواب» سال 2011 روش جالبی را برای درمان بیخوابی پیشنهاد کردند: خنک کردن مغز!
آن‌ها یک کلاه پلاستیکی خنک‌کننده ابداع کردند که قسمت‌های پیشانی را میپوشاند و با پایین آوردن دمای مغز می‌تواند به خواب سریع فرد کمک کند. پزشکان در تحقیقی که روی افراد عادی و بیمارانی که از بیخوابی رنج میبردند انجام دادند، افراد بیخواب بعد از پوشیدن این کلاه خاص، به‌طور میانگین در زمان 13 دقیقه به خواب رفتند، یعنی زمانی برابر افراد  سالم. دانشمندان فکر می‌کنند که این کلاه با پایین آوردن دمای مغز  سبب کاهش سوخت‌وساز آن (به‌ویژه در ناحیه پیشانی مغز) میشود و به خواب سریعتر و راحتتر فرد کمک میکند. هنوز این کلاهها به‌صورت تجاری وارد بازار نشده‌اند. همچنین عوارض احتمالی استفاده از آن‌ها مشخص نشده‌اند؛ مثلاً معلوم نیست که استفاده از این کلاه‌ها سبب تشدید علائم افراد مبتلابه سینوزیت خواهد شد یا نه؟ محققان دانشگاه نیویورک در پژوهش‌های مختلف خود دریافتند، خمیازه کشیدن نقش مهمی در تنظیم درجه حرارت مغز به عهده دارد. درصورتی‌که ناحیه سر «گرم» باشد، خمیازه با تحریک جریان خون و ضربان قلب گرمای بالای آن را کاهش میدهد. چرخه خواب و استرس، تابع نوسان درجه حرارت مغز است و کار خمیازه آن‌که این دمای پیوسته در حال تغییر را تنظیم و متوازن ‌کند. توضیح ساده محققان دانشگاه وین این است که ما با خمیازه کشیدن، دمای اطراف را دست‌کاری می‌کنیم. به تعبیر دیگر، دهن‌دره همانند ترموستات مغز عمل می‌کند. گروه تحقیقاتی دانشگاه وین برای بررسی این فرضیه، تناوب خمیازه کشیدن شهروندان در ماه‌های تابستانی و زمستانی را زیر نظر گرفت. مشابه همین بررسی در هوای خشک و ۳۷ درجه آریزونا انجام شد.
پژوهش‌ها نشان داد که مردم وین در تابستان بیشتر از زمستان خمیازه می‌کشند اما در آمریکا نتیجه کاملاً برعکس بود. علت روشن بود: متوسط دمای وین در تابستان ۲۰ درجه است و این متوسط حرارت زمستانی در آریزونا است. محققان آمریکایی و اتریشی بر این اساس فرضیه‌‌ای را طرح کردند: تعداد خمیازه‌ها به فصل سال یا بلندی و کوتاهی روز یا روشنایی و تاریکی محیط ربط ندارد بلکه موضوع به درجه حرارت ۲۰ درجه برمی‌گردد.
یک افشانه بینی که می‌تواند جان هزاران مبتلابه بیماری قلبی را نجات دهد توسط محققان انگلیسی مورد کار آزمایی قرارگرفته است. یک دستگاه ویژه برای پمپاژ سرد‌کننده پزشکی در بینی بیمار در حال انتقال به بیمارستان مورداستفاده قرار می‌گیرد. کارشناسان بر این باورند که این درمان می‌تواند جان افراد زیادی را نجات داده و از ابتلای تعداد زیادی از بیماران به آسیب‌های مغزی شدید و دائمی جلوگیری کند.
خدمات اورژانس ساحل جنوب شرفی بنیاد بهداشت انگلیس اولین سرویس آمبولانسی است که از این ابداع سوئیسی به‌عنوان بخشی از کار آزمایی پزشکان بیمارستان رویال ساسکس کانتی استفاده می‌کند. ماده سردکننده که توسط یک ماسک صورت منتقل می‌شود، جریان مداومی از مایع در حال تبخیر را به حفره بینی بیمار می‌فرستد. محققان توانسته‌اند پیشرفت‌های بزرگی را در نجات زندگی بیماران قلبی به دست آورند اما بسیاری با آسیب‌های چشمگیری در سلول‌های مغزی روبرو شده و در اثر کمبود اکسیژن ناشی از توقف عملکرد قلب می‌میرند. 
ایده افشانه بینی، خنک‌سازی هر چه سریع‌تر مغز در محل تماس پایه مغز با مدخل بینی است. گفته می‌شود خنک کردن مغز می‌تواند از سلول‌های مغزی در زمان نبود اکسیژن در خون محافظت کند. اگر این درمان زودهنگام ارائه شود، بیمار شانس بهبود بیشتری داشته و این فناوری جدید به پیراپزشکان اجازه خواهد داد پیش از رسیدن بیمار به بیمارستان عملیات خنک‌سازی را آغاز کنند. در حال حاضر برخی از خدمات اورژانس انگلیس از شیوه‌های مختلف فرآیند خنک‌سازی مانند قطره نمکی سرد و پدهای خنک‌کننده پیش از رسیدن بیمار به بیمارستان استفاده می‌کنند. اما این روش‌ها به‌طور مستقیم مغز را هدف قرار نداده و به‌جای آن بر خنک‌سازی کل بدن و خون برای دستیابی به تأثیر مشابه تکیه‌دارند.
1-2- تاریخچه:مطالعات آسیب‌شناسی مغزی به‌طور تجربی نشان می‌دهد که سرد کردن مغز پس از یک ایشکمی مغزی میتواند میزان صدمات وارده بر مغز را کاهش دهد. آسیب تراماتیک مغز(TBI) که معمولاً براثر آسیب‌های خارجی در تصادفات و ... اتفاق میافتد و آسیب ایشکمیک مغز که در اثر سکته مغزی ایجاد می‌شود، سبب آسیب‌های فراوانی بر مغز میشود. آزمایش‌ها و بررسی‌های مختلف نشان داده‌اند که کاهش دمای مغز حتی در حد 1 الی 2 درجه سانتی‌گراد فواید بسیاری از قبیل: محافظت در مقابل سکته, کاهش ورم و آماس و کاهش فشار داخلی مغز (ICP) دارد. سادگی و راندمان بالای سرمادرمانی مغز باعث شده است تا پزشکان از آن به‌عنوان یک‌راه حل کلینیکی جهت درمان نوزادانی که از عارضه خفگی (نرسیدن اکسیژن) در زمان تولد رنج می‌برند، استفاده کنند. همچنین سرد کردن فوری مغز درست در دقایق اولیه پس از حمله ایشکمی، امری مهم و ضروری در کاهش پیامدها و صدمات وارده بر مغز و نجات بیمار است. این عمل (سرد کردن فوری مغز) موجب افت متابولیسم مغز شده و درنتیجه نیاز آن را به دریافت اکسیژن و دفع دی‌اکسید کربن و بالطبع خون‌رسانی کاهش میدهد. گزارش‌های منتشرشده نشان دادهاند که کمخونی اثر مخرب کمتری روی مغز بجای خواهد گذاشت. علی‌رغم اینکه هنوز به‌طور کامل مشخص نشده است که عمل خنک کردن چطور به محافظت از مغز کمک میکند، آزمایش‌های بسیاری نشان دادهاند که کاهش دما در بافت مغز از عملکرد مغز در مقابل آسیب‌های ایشکمیک محافظت می‌کند. همچنین این کار سبب کاهش التهاب و تثبیت فشار داخلی مغز می‌شود[1-3]. همچنین، در اکثر بررسی‌های بیمارستانی که روی گروه‌های کوچک که از TBI رنج میبردند، انجام‌شده است، نتایج این حقیقت که خنک کردن مغز آثار خوبی هم در کوتاهمدت و هم در بلندمدت دارد را تأیید میکند[4-7]. اخیراً یتینگ و همکاران[8] در تحقیق خود گزارش کردند که با خنک کاری مغز از طریق صورت می‌توان به بهبود عملکرد عصبی کمک کرد. آن‌ها در نتایج خود نشان دادند که با استفاده از روش خنک کاری مغز از طریق صورت می‌توان از مغز در مقابل آسیب ایشکمیک محافظت کرد. همچنین نشان دادند که مشکلات مغزی ناشی از آن قابل‌درمان است.
ملاحظات انتقال حرارت مغز در حیات کسانی که در آب‌های سرد غرق میشوند، نیز مؤثر است. به‌طوری‌که در اثر این پدیده بازگشت به زندگی افرادی که در آب‌های سرد غرق‌شده‌اند، حتی تا پس از 66 دقیقه نیز گزارش‌شده است. این مسئله عموماً به خاطر قطع فعالیت متابولیکی مغز و اثرات محافظتی این سردشدگی است. موارد ذکرشده لزوم و اهمیت بررسی انتقال حرارت از مغز را با سیال اطراف نمایان می‌سازند.
اساساً انتقال حرارت در مغز در قالب تبادل حرارت خارجی (انتقال حرارت از سر)، تبادل حرارت داخل و تولید حرارت متابولیکی است. این اثرات با شرایط مرزی، سیرکولاسیون خون، نرخ متابولیسم مغز و ابعاد سر تغییر می‌کنند. بررسی تأثیر عوامل مختلف در پدیده انتقال حرارت از مغز با دشواری روبروست. بخصوص که امکان انجام آزمایش‌های تجربی در این زمینه به دلیل خطرات موجود و محدودیت‌های ابزاری ممکن نیست. لذا این بررسی‌ها نیازمند یک مدل مطمئن با خصوصیات فیزیکی و شرایط محیطی واقعی می‌باشند.
مطالعه و بررسی عکس‌العمل خنک شدن سر در مقابل مکانیسم‌های مختلف خنک کاری، می‌تواند ابزاری در جهت طراحی و ساخت تجهیزات قابل‌حمل جهت خنک کاری‌های اورژانس در وسایل نقلیه پزشکی باشد که با آنها دمای مغز در 30 دقیقه از Cº37 به Cº34 رسیده و لذا متابولیسم آن تا 30% کاهش مییابد. این مطالعات در طراحی سیستم‌های تهویه مطبوع و ایجاد محیط‌های ارگونومیک جهت راحتی افراد نیز می‌تواند موردتوجه قرار گیرد. در یک سری مدل‌سازی‌های کامپیوتری انجام‌شده[9-11] نشان داده است که دمای مغز انسان در نقاط مرکزی و داخلی بسیار متفاوت‌اند از نقاطی که نزدیکی سطح قرار دارند. گرادیان دمای بسیار بزرگی در نزدیکی سطح مغز اتفاق می‌افتد که به‌صورت آزمایشگاهی با افزایش فاصله از سر کاهش مییابد[12,13].
هدف کلی رسیدن به دمای میانگین 33 در مغز در مدت‌زمان 30 دقیقه است[14]. البته باید خاطرنشان کرد که خنک کردن مغز تا دماهای پایین‌تر سبب افزایش ریسک ابتلا به لرزشهای غیرقابل‌کنترل و کاردیاک ارست میشود.
یکی از سؤالهای مهم برای انتخاب روش مناسب برای خنک کردن مغز این است که بفهمیم هر یک از این روشها چطور دمای مغز را کاهش میدهند. ازآنجاکه اندازهگیری نتایج حاصل از خنک کردن مغز در بافت زنده فراتر از فنّاوری حاضر است، ارائه و بهبود مدلهایی که به‌طور دقیق تغییرات دما و همچنین محدودیتها را نشان میدهد، میتواند موفقیت بزرگی باشد.
مسئله مهم دیگر تبادل گرمایی بین پوست سر و محیط اطراف است که به کمک ضریب انتقال حرارت توصیف می‌شود. برای رسیدن هدف که خنک کردن مغز در نقاط مرکزی است، نیاز به استفاده از دستگاهی است که ضریب انتقال حرارت بزرگی ایجاد کند. در حالت ایدئال، دستگاهی با این مشخصات قادر خواهد بود دمای پوست سر را همدما با دمای دستگاه ثابت نگه دارد.
عموماً گزارش‌های انتقال حرارت از مغز تاکنون به دو صورت بوده است. یک دسته از این مطالعات شبیه‌سازی را تنها از جنبه انتقال حرارت در داخل بافت‌ها مدنظر قرار داده و در بهترین حالت انتقال حرارت جابجایی را با ضریب انتقال حرارت جابجایی در مدل خود بکار گرفته‌اند[11,15-17]. دسته دیگر بدون مدل نمودن انتقال حرارت درون بافت، تنها به بررسی الگوی جریان خارج از بدن (به‌صورت تجربی) پرداخته‌اند.
همچنین مدل‌سازی از توزیع دما در سر یک انسان بالغ تحت سرما درمانی با گذاشتن یخ روی سر توسط دنیس و همکارانش[16] صورت گرفته است. گزارش زو و همکارانش[17] نیز شامل مدل‌سازی ریاضی سرد شدن مغز با شرایط مرزی دما ثابت است. سوکستانسکی و همکارش[12] با استفاده از روش تحلیلی اثر عوامل مختلف را بر دمای مغز بررسی کرده و دبی و دمای جریان خون ورودی به بافت را تنها عامل مؤثر بر دمای مغز دانسته‌اند. این مدل‌سازی‌ها با فرض ثابت بودن دمای سطح پوست همراه بوده و در آن‌ها هوای اطراف و جنبه انتقال حرارت جابجایی در سال اطراف سر در نظر گرفته نشده است.
از طرف دیگر، از جنبه خارجی کلارک و همکارانش[18] مطالعه‌ای برای تعیین جابجایی آزاد در اطراف سر را انجام داده و منتشر کرده‌اند که در این تحقیق تأثیر حالت‌های مختلف بدن (خوابیده و ایستاده) بر الگوی جریان هوای اطراف سر به‌صورت تجربی مطالعه شده و ضخامت تقریبی لایه‌مرزی حرارتی و میزان انتقال حرارت در نقاط مختلف سر به کمک سیستم نوری شلیرن و کالریمتر سطحی در آن سالها اندازه‌گیری شده است.
بسیاری از کارهای انجام‌شده در این زمینه اثرات مثبتی برای محافظت از مغز داشته‌اند و توانسته دما را تا 7 درجه سانتی‌گراد در مدت‌زمان 1 ساعت کاهش بدهد، بااین‌حال متدهایی که به کاهش دمای بیشتر کمک می‌کنند تهاجمی هستند که منجر به عوارض بعدی روی بیمار میشود. لازم به ذکر است، در حالت کلی دو روش برای اعمال خنک کاری به‌صورت غیرتهاجمی وجود دارد: خنک کردن سر به کمک دستگاه‌های خنک‌کن و خنک کردن کل بدن.
سرد کردن تمام بدن یک نوزاد تازه متولدشده در ۶ ساعت نخست تولد می‌تواند از آسیب‌های مغزی ناشی از فقدان اکسیژن در جریان زایمان‌های دشوار جلوگیری کند و یا از شدت آن به میزان قابل‌توجهی بکاهد. به گزارش فرانس پرس هزاران کودک سالانه در سطح دنیا متولد شوند که به دلیل برخی مشکلات در بدو تولد مانند نرسیدن اکسیژن به آن‌ها و یا نرسیدن خون به مغزشان در معرض خطر مرگ یا معلولیت قرار می‌گیرند. خنک کردن بدن به‌اندازه چند درجه یعنی اعمال نوعی هایپوترمی خفیف نیاز مغز به اکسیژن را کاهش داده و دیگر پروسه‌هایی را که می‌توانند به آسیب مغزی دچار شوند، کند می‌کند. این شیوه درمان به افراد بالغ نیز در بهبودی پس از تجربه ایست قلبی کمک می‌کند.
در قالب تکنیک هایپوترمی یا همان خنک کردن مغز، نوزاد درون یک پتوی خاص حاوی آب سرد قرار داده می‌شود. این پتو دمای بدن نوزاد را برای مدت ٣ روز تا سطح ٣/٩٢ درجه فارنهایت (۵/٣٣ درجه سانتی‌گراد) پایین آورده و سپس به‌تدریج بدن را دوباره گرم کرده و درجه حرارت را به وضعیت نرمال حدود ۶/٩٨ درجه فارنهایت برمی‌گرداند. این نوزادان ١٨ تا ٢٢ ماه بعد مورد معاینه قرار گرفتند که نتایج یافته‌ها نشان داد مرگ یا معلولیت‌های قابل‌توجه همچون فلج مغزی تنها در ۴۴ درصد نوزادانی که بدنشان خنک شده بود، رخ داد رقمی که در نوزادان تحت درمان‌های معمول به ۶۴ رسید و هیچ‌گونه عوارض جانبی همچون مشکلات در ریتم قلب درنتیجه این شیوه درمان رخ نداد. طبق این یافته‌ها، خنک کردن مغز نوزادان به میزان ٢ تا ۵ درجه سانتی‌گراد می‌تواند احتمال معلولیت و مرگ آن‌ها در اثر کمبود اکسیژن درنتیجه کنده شدن جفت از دیواره رحم پیش از تولد و فشردگی بند ناف را به میزان قابل‌توجهی کاهش دهد.
آزوپاردی و همکاران[19] بررسی روی گروهی از بچهها در سن 6 و 7 سالگی که به‌منظور تعیین اینکه آیا خنک کردن مغز بعد از خفگی حین زایمان یا پس از زایمان در بلندمدت اثری دارد یا خیر، انجام دادند. نتایج اولیه آنها نشانگر این بود که اثرات خوبی در افراد با IQ بالاتر از 85 دیده میشد.
ژو و همکاران[20] اثربخشی و امنیت خنک کردن ملایم سر را در انسفالوپاتی هیپوکسیک-ایشکمیک در نوزادان تازه متولدشده موردبررسی قراردادند. در تحقیق آنها نوزادان مبتلابه HIE به‌صورت تصادفی انتخاب‌شده بودند.عمل خنک کردن از 6 ساعت بعد از تولد، درحالی‌که دما در قسمت حلق و بینی حدود Cº 34 و در قسمت تحتانی حدود Cº 4.5 بود، شروع شد و 72 ساعت طول کشید. متأسفانه نتایج اولیه منجر به مرگ و ناتوانیهای شدید شده بود. ویلرم و همکارانش[15] با مدل‌سازی سرد کردن مغز نوزاد به این نتیجه رسیدند که با قرار دادن سر در محیط با دمای پایین (10 درجه سانتی‌گراد) تنها مناطق سطحی مغز تا حدود Cº33-34 سرد می‌شود و تغییر دمای محسوسی در مناطق عمقی آن به وجود نخواهد آمد.
دنیس و همکاران[16] هندسه واقعی سر انسان را در نظر گرفتند و خنک کردن سر و گردن انسان را با روش المان محدود موردبررسی قراردادند. آنها در کار خود همزمان علاوه بر استفاده از یک کلاهک خنک‌کن، پکهایی از یخ روی سر و گردن قراردادند. بر اساس نتایجشان، وسیلهی دیگری نیز برای خنک کاری موردنیاز است که دمای قسمتهای مرتبط دیگر نیز کاهش یابد و درنتیجه به هدف موردنظر که در قبل ذکرشده بود، برسند. مسئله را در چهار حالت مختلف که موقعیت مکانی خنک کاری متفاوت بوده بررسی کرده‌اند، که متأسفانه به دمای 33 درجه سانتی‌گراد در مدت 30 دقیقه نرسیده‌اند.
گلوکمن و همکاران[21] از یک کلاه خنک‌کن روی سر استفاده کردند و دمای قسمت تحتانی بدن را نیز در 34-35 ثابت نگه داشتند. نتایج آنها نشان می‌دهد بااینکه این کار اثر قابل قبولی روی نوزادانی که موردبررسی قرارگرفته بودند، نداشته است. اما در کل به زنده ماندن بیماران بدون اثرات شدید عصبی کمک میکند.
اسپوزیتو و همکاران[22] در تحقیق خود، محدودیتها و اثرات جانبی روشهای کنونی خنککاری مغز را بررسی کردهاند. همچنین در مورد مزایا و معایب تزریق مایع خنک در رگهای خونی بحث کرده‌اند. همچنین پلی و همکاران[23] ارتباط بین دمای مغز و خنک کردن سطح سر و گردن را موردتحقیق قراردادند و در کار دیگر، ناکامورا و همکاران[24] تأثیر خنک کاری سر و گردن را بر دمای کلی بدن بررسی کردهاند.
ازآنجاکه در هیچ‌یک از بررسیهای انجام‌شده به دمای ۳۳ درجه در مدت‌زمان ۳۰ دقیقه که مطلوب پزشکان است، نرسیده‌اند برای اولین بار با استفاده از روش انتقال حرارت معکوس شار حرارتی و شرایط مرزی مناسب مدنظر است. در این روش با معلوم بودن جواب هدف که کاهش دما تا ۳۳ درجه و زمان ۳۰ دقیقه است، بهترین شرایط برای رسیدن به آن محاسبه می‌شوند. همچنین معادلات موردنظر معادلات انتقال حرارت در بافت زنده پنز که غیر فوریه‌ای بوده می‌باشند. هندسه مغز به‌صورت یک نیمکره در نظر گرفته‌شده است. مسئله با استفاده از روش مختصات عمومی و در حالت متقارن محوری حل‌شده است. علت استفاده از این روش این است که قادر به اعمال روی هر هندسه پیچیده دیگر خواهد بود که در کارهای آینده قطعاً موردنیاز خواهد بود. در این روش، صفحه فیزیکی نامنظم مسئله به صفحه محاسباتی مستطیل شکل تبدیل می‌شود.
فصل دوم: بررسی روش‌های بهینه‌سازی توابع
در این فصل به معرفی و بررسی روش‌هایی که برای بهینه‌سازی توابع استفاده می‌شوند، می‌پردازیم. ابتدا به تعریف مسئله بهینه‌سازی پرداخته و در ادامه مفاهیم مربوط به روند انجام فرایند بهینه‌سازی در یک مسئله معرفی می‌شوند. انواع روش‌های مستقیم و غیرمستقیم بهینه‌سازی معرفی می‌شوند. ازآنجاکه در این پایان‌نامه از روش غیرمستقیم برای بهینه‌سازی استفاده کرده‌ایم، بنابراین بیشتر به این روش‌ها پرداخته‌ایم. در تمامی این روش‌ها محاسبه گرادیان تابع الزامی است، بنابراین بررسی خواص و نحوه محاسبه آن آورده شده است. در ادامه شرح مختصری از انواع روش‌های غیرمستقیم به همراه الگوریتم محاسباتی آن‌ها آورده شده است.
2-1 مسائل بهینه‌سازییک مسئله بهینه‌سازی می‌تواند به‌صورت زیر بیان شود:
تعیین بردار به‌گونه‌ای که تابع تحت شرایط زیر مینیمم شود.
(2-1)
که در آن یک بردار n بعدی به نام بردار طراحی، تابع هدف و و به ترتیب قیدهای برابری و نابرابری نامیده می‌شوند. در حالت کلی تعداد متغیرها و تعداد قیود یا رابطه‌ای باهم ندارند. مسئله فوق یک مسئله بهینه‌سازی مقید نامیده می‌شود. در مسائلی که قیودی وجود ندارند با یک مسئله بهینه‌سازی نامقید روبرو هستیم.
نقطه را مینیمم یا نقطه سکون تابع هدف مینامیم اگر داشته باشیم:
(2-2)
شرط بالا یک شرط لازم است درصورتی‌که ماتریس هسین معین مثبت باشد آنگاه حتماً نقطه مینیمم نسبی خواهد بود. یعنی اگر داشته باشیم:
(2-3)
البته شرط بالا در صورتی صادق است که تابع مشتق‌پذیر باشد.
2-2 دسته‌بندی روش‌های بهینه‌سازیروش‌های حل مسائل مینیمم سازی به دودسته روش‌های جستجوی مستقیم و روش‌های کاهشی تقسیم‌بندی می‌شوند.
برای استفاده از روش‌های جستجوی مستقیم در محاسبه نقطه مینیمم، تنها به مقدار تابع هدف نیاز است و نیازی به مشتقات جزئی تابع نیست. بنابراین اغلب، روش‌های غیرگرادیانی یا روش‌های مرتبه صفر نامیده می‌شوند زیرا از مشتقات مرتبه صفر تابع استفاده می‌کنند. این روش‌ها بیشتر برای مسائلی کاربرد دارند که تعداد متغیرها کم و یا محاسبه مشتقات تابع مشکل می‌باشند و به‌طورکلی کارایی کمتری نسبت به روش‌های کاهشی دارند.
روش‌های کاهشی علاوه بر مقدار تابع به مشتقات اول و در برخی موارد به مشتقات مرتبه دوم تابع هدف نیز نیاز دارند. ازآنجاکه در روش‌های کاهشی، اطلاعات بیشتری از تابع هدفی که (از طریق مشتقات آن) مینیمم می‌شود، مورداستفاده قرار می‌گیرد، این روش‌ها کارایی بیشتری نسبت به روش‌های جستجوی مستقیم دارند.
روش‌های کاهشی همچنین روش‌های گرادیانی نیز نامیده می‌شوند. دراین‌بین روش‌هایی که فقط به مشتق اول تابع هدف نیاز دارند، روش‌های مرتبه اول و آن‌هایی که به مشتق اول و دوم هر دو نیاز دارند، روش‌های مرتبه دوم نامیده می‌شوند. در جدول(2-1) روش‌هایی از هر دودسته آمده است.
جدول2-1- دسته‌بندی روش‌های بهینه‌سازی
روش‌های کاهشی روش‌های جستجوی مستقیم
بیشترین کاهش
گرادیان مزدوج
روش نیوتن
روش لونبرگ- مارکورات
میزان متغیر روش جستجوی تصادفی
جستجوی شبکه
روش تک متغیر
جستجوی الگو
2-3 راه‌حل کلیتمام روش‌های مینیمم سازی نامقید اساساً تکراری هستند و ازاین‌رو از یک حدس اولیه شروع می‌کنند و به شکل ترتیبی به سمت نقطه مینیمم پیش می‌روند. طرح کلی این روش‌ها در شکل2-1 نشان داده‌شده است.
باید توجه شود تمام روش‌های مینیمم سازی نامقید:
1. نیاز به نقطه اولیه برای شروع تکرار دارند.
2. با یکدیگر تنها در نحوه تولید نقطه بعدی از تفاوت دارند.
-76200-5219700با نقطه اولیه شروع کنید
شرط همگرایی برقرار است؟
خیر
قرار دهید
قرار دهید
را بیابید
نقطه جدید را تولید کنید
را بیابید
بله
قرار دهید و توقف کنید
00با نقطه اولیه شروع کنید
شرط همگرایی برقرار است؟
خیر
قرار دهید
قرار دهید
را بیابید
نقطه جدید را تولید کنید
را بیابید
بله
قرار دهید و توقف کنید

شکل 2-1- نمودار روند بهینه‌سازی تابع هدف
2-4 نرخ هم‌گرائیروش‌های مختلف بهینه‌سازی، نرخ همگرایی مختلف دارند. به‌طورکلی یک روش، همگرایی از مرتبه دارد اگر داشته باشیم:
(2-4)
که و نقاط محاسبه‌شده در پایان تکرارهای و هستند. نقطه بهینه و نشان‌دهنده طول یا نرم بردار است که از رابطه زیر به دست میآید:
(2-5)
اگر و باشد، روش همگرای خطی (متناظر باهمگرایی آهسته) و اگر باشد، روش همگرای مرتبه دوم (متناظر باهمگرایی سریع) نامیده می‌شود. یک روش بهینه‌سازی، همگرای فوق خطی است اگر:
(2-6)
تعریف دیگری برای روش همگرایی مرتبه دوم وجود دارد: اگر یک روش مینیمم سازی با استفاده از روند دقیق ریاضی بتواند نقطه مینیمم یک تابع درجه دوم متغیره را در تکرار پیدا کند. روش همگرای مرتبه دوم نامیده می‌شود.
2-5 گرادیان تابع
گرادیان تابع، یک بردار n مؤلفه ایست که با رابطه زیر داده می‌شود:
(2-7)
اگر از یک نقطه در فضای n بعدی در راستای گرادیان حرکت کنیم، مقدار تابع با سریع‌ترین نرخ افزایش می‌یابد. بنابراین جهت گرادیان، جهت بیشترین افزایش نیز نامیده می‌شود.
4768851778003′
1
2
1′
2′
3
4
4′
X
Y
003′
1
2
1′
2′
3
4
4′
X
Y

شکل 2-2- جهت‌های سریع‌ترین افزایش
اما جهت بیشترین افزایش یک خاصیت محلی است و نه سراسری. این مطلب در شکل2-2 نشان داده‌شده است. در این شکل، بردار گرادیان محاسبه‌شده در نقاط 1، 2 ، 3، 4 به ترتیب در جهت‌های ٰ11 ، ٰ22 ، ٰ33، ٰ44 قرار دارد. بنابراین در نقطه 1 مقدار تابع در جهت ٰ11 با سریع‌ترین نرخ افزایش می‌یابد و به همین ترتیب اگر به تعداد بی‌نهایت مسیر کوچک در جهت‌های سریع‌ترین افزایش حرکت کنیم، مسیر حرکت یک منحنی شبیه به منحنی 4-3-2-1 خواهد بود.
ازآنجاکه بردار گرادیان جهت بیشترین افزایش مقدار تابع را نشان می‌دهد، منفی بردار گرادیان جهت سریع‌ترین کاهش را نشان می‌دهد. بنابراین انتظار داریم روش‌هایی که از بردار گرادیان برای بهینه‌سازی استفاده می‌کنند نسبت به روش‌های دیگر سریع‌تر به نقطه مینیمم برسند. بنابراین دو قضیه زیر را بدون اثبات می‌آوریم.
1.بردار گرادیان جهت سریع‌ترین افزایش را نشان می‌دهد.
2. بیشترین نرخ تغییر تابع در هر نقطه ، برابر اندازه بردار گرادیان در آن نقطه است.
2-5-1 محاسبه گرادیانمحاسبه گرادیان نیاز به محاسبه مشتقات جزئی دارد. سه حالت وجود دارد که محاسبه گرادیان را مشکل می‌کند:
1. تابع در تمامی نقاط مشتق‌پذیر است، اما محاسبه مؤلفه‌های بردار گرادیان غیرعملی است.
2. رابطه‌ای برای مشتقات جزئی می‌توان به دست آورد، اما محاسبه آن نیازمند زمان محاسباتی زیادی است.
3. گرادیان تابع در تمامی نقاط تعریف‌نشده باشد.
در مورد اول می‌توان از فرمول تفاضل محدود پیشرو برای تخمین مشتق جزئی استفاده کرد:
(2-8)
برای یافتن نتیجه بهتر می‌توان از فرمول اختلاف مرکزی محدود زیر استفاده کرد:
(2-9)
در روابط بالا یک کمیت اسکالر کوچک و برداری n بعدی است که مؤلفه ام آن یک، و مابقی صفر هستند. در محاسبات، مقدار را می‌بایست با دقت انتخاب نمود، زیرا کوچک بودن بیش‌ازحد آن ممکن است اختلاف میان مقادیر محاسبه‌شده تابع در و را بسیار کوچک کرده، و موجب افزایش خطای گرد کردن شود و نتایج را با خطا همراه سازد. به همین ترتیب بزرگ بودن بیش‌ازاندازه نیز خطای برشی را در محاسبه گرادیان ایجاد می‌کند. در حالت دوم استفاده از فرمول‌های تفاضل محدود پیشنهاد میشود. برای حالت سوم با توجه به این نکته که گرادیان در تمام نقاط تعریف‌شده نیست، نمی‌توان از فرمول‌های تفاضل محدود استفاده کرد. بنابراین در این موارد مینیمم کردن فقط با استفاده از روش‌های مستقیم امکان‌پذیر است.
2-5-2 تعیین طول گام بهینه در جهت کاهش تابعدر بیشتر روش‌های بهینه‌سازی، نیاز است که نقطه مینیمم در یک راستای مشخص را تعیین نمود. بنابراین لازم است نرخ تغییر تابع هدف از یک نقطه مانند ، درراستای مشخصی مانند ، نسبت به پارامتری چون محاسبه شود. باید در نظر داشت که موقعیت هر نقطه در این راستا را می‌توان با توجه به نقطه ، به‌صورت نشان داد. بنابراین نرخ تغییر تابع نسبت به این متغیر در راستای را می‌توان به‌صورت زیر نشان داد:
(2-10)
که در رابطه فوق مؤلفه -ام است. از طرفی داریم:
(2-11)
که و مؤلفه‌های -ام و هستند. بنابراین نرخ تغییر تابع در راستای برابر است با:
(2-12)
درصورتی‌که تابع را در راستای مینیمم کند، در نقطه می‌توان نوشت:
(2-13)
بنابراین مینیمم تابع، در راستای ، در نقطه می‌باشد.
2-6 معیار هم‌گرائیمعیارهای زیر می‌توانند برای بررسی هم‌گرائی در محاسبات تکراری به کار روند:
درصورتی‌که تغییرات تابع در دو تکرار متوالی از مقدار معینی کوچک‌تر شود:
(2-14)
زمانی که مشتقات جزئی (گرادیان مؤلفه‌ها) به‌اندازه کافی کوچک شود:
(2-15)
زمانی که تغییرات بردار موردنظر در دو تکرار متوالی کوچک شود:
(2-16)
که ، و مقادیر معین کوچکی در نظر گرفته می‌شوند.
2-7 روش کاهش سریعاستفاده از قرینه بردار گرادیان به‌عنوان جهت مینیمم سازی اولین بار توسط کوشی انجام گرفت. در این روش محاسبات از نقطه‌ای مانند شروع‌شده و طی فرآیندهای تکراری با حرکت در جهت سریع‌ترین نرخ کاهش، نهایتاً به نقطه مینیمم می‌رسد. مراحل مختلف این روش را می‌توان به‌صورت زیر در نظر گرفت:
1. شروع محاسبات از یک نقطه دلخواه به‌عنوان اولین تکرار
2. یافتن جهت به‌صورت
3. محاسبه طول گام بهینه در جهت و قرار دادن و یا .
4.بررسی بهینه بودن نقطه و پایان محاسبات در صورت مینیمم بودن این نقطه، در غیر این صورت قرار دادن و ادامه محاسبات از مرحله 2.
2-8 مقدمه ای بر روش انتقال حرارت معکوس2-8-1 مقدمه
با ظهور مواد مخلوط مدرن و وابستگی شدید خواص ترموفیزیکی آن‌ها به دما و مکان، روش‌های معمولی برای محاسبه آن‌ها راضی‌کننده نیستند. همچنین انتظارات عملیاتی صنعتی مدرن هر چه بیشتر و بیشتر پیچیده شده‌اند و یک محاسبه دقیق در محل از خواص ترموفیزیکی تحت شرایط واقعی عملیات ضرورت پیدا کرد. شیوه انتقال حرارت معکوس(IHTP) می‌تواند جواب‌های رضایت بخشی برای این‌گونه حالات و مسائل به دست دهد.
سود عمده IHTP این است که شرایط آزمایش را تا حد امکان به شرایط واقعی نزدیک می‌سازد.
کاربرد عمده تکنیک IHTP شامل محدوده‌های خاص زیر می‌باشند (در میان سایرین)
محاسبه خواص ترموفیزیکی مواد به‌عنوان‌مثال؛ خواص ماده سپر حرارتی در طی ورودش به اتمسفر زمین و برآورد وابستگی دمایی ضریب هدایت قالب سرد در طی باز پخت استیل
برآورد خواص تشعشعی بالک و شرایط مرزی در جذب، نشر و بازپخش مواد نیمه‌رسانا
کنترل حرکت سطح مشترک جامد - مایع در طی جامدسازی
برآورد شرایط ورود و شار حرارتی مرزی در جابجایی اجباری درون کانال‌ها
برآورد همرفت سطح مشترک بین سطوح متناوباً در تماس
نظارت خواص تشعشعی سطوح بازتاب‌کننده گرم‌کننده‌ها و پنلهای برودتی
برآورد وابستگی دمایی ناشناخته ضریب هدایت سطوح مشترک بین ذوب و انجماد فلزات در طی ریخته‌گری
برآورد توابع واکنشی
کنترل و بهینه‌سازی عملیات پروراندن لاستیک
برآورد شکل مرزی اجسام
برآورد این‌گونه خواص از طریق تکنیک‌های رایج کاری به‌شدت دشوار یا حتی غیرممکن است. اگرچه با اعمال آنالیز انتقال حرارت معکوس، این‌گونه مسائل نه‌تنها می‌توانند حل شوند، بلکه ارزش اطلاعات مطالعات افزوده‌شده و کارهای تجربی سرعت می‌گیرند.
2-8-2 مشکلات حل مسائل انتقال حرارت معکوسبرای تشریح مشکلات اصلی حل مسائل انتقال حرارت معکوس، جامد نیمه بینهایت () در دمای اولیه صفر در نظر می‌گیریم. برای زمان‌های سطح مرزی در تحت یک شار گرمایی متناوب به فرم قرارگرفته است. جایی که و ω به ترتیب دامنه و فرکانس نوسان شار گرمایی هستند و t متغیر زمان است. بعد از گذشت حالت متغیر، توزیع دمایی شبه - ثابت در جامد با توزیع دمایی زیر به دست می‌آید:
(2-17)
جایی که پخشندگی حرارتی و k ضریب رسانایی حرارتی جامد هستند.
معادله بالا نشان می‌دهد که پاسخ دمایی دارای یک تأخیر فاز نسبت به شار اعمالی سطحی می‌باشد و این تأخیر برای مکان‌های عمیق‌تر درون جسم واضح‌تر می‌باشد. درصورتی‌که این شار بتواند برآورد شود، این تأخیر دمایی نیاز به برداشت اطلاعات پس از اعمال شار حرارتی را آشکار می‌کند.
دامنه نوسان دما در هر مکانی، ، با قرار دادن در معادله به دست می‌آید. لذا:
(2-18)
این معادله نشان می‌دهد که به‌صورت توانی با افزایش عمق و با افزایش فرکانس تغییر می‌کند.
اگر دامنه شار حرارتی سطحی (q) به‌وسیله بکار بردن اندازه‌گیری مستقیم دما در نقاط داخلی اندازه‌گیری گردد آنگاه هرگونه خطای اندازه‌گیری با عمق x و فرکانس ω به‌صورت توانی بزرگنمایی می‌شود، که به‌صورت معادله زیر نشان داده می‌شود:
(2-19)
برای تخمین شار حرارتی مرزی جانمایی یک حس‌گر در عمق x از سطح، جایی که دامنه نوسانات دما بسیار بزرگ‌تر از خطاهای اندازه‌گیری‌اند، ضروری می‌باشد. در غیر اینصوررت تشخیص اینکه نوسانات دمایی در اثر شار حرارتی یا خطای اندازه‌گیری بوده غیرممکن خواهد بود، که منجر به عدم یگانگی جواب معادله خواهد شد.
ازآنجاکه خطاها در دقت روش‌های معکوس بسیار مؤثرند، بک ([26-28]) توصیفات این‌گونه خطاها را به‌صورت 8 نکته بیان نموده است.
خطاها به مقدار اصلی اضافه می‌شوند که مقدار اندازه‌گیری شده، مقدار واقعی و یک خطای رندوم می‌باشد.
خطای دمایی دارای میانگین صفر می‌باشد. یعنی . جایی که یک عملگر اندازه است، آنگاه گفته می‌شود که خطا بدون پیش مقدار است.
خطا دارای انحراف ثابت است، که عبارت است از
(2-20)
که به معنای استقلال انحراف از اندازه‌گیری است.
خطاهای مرتبط با اندازه‌گیری‌های مختلف ناهمبسته هستند. دو خطای اندازه‌گیری و (که ) ناهمبسته هستند اگر کوواریانس و صفر باشد. یعنی
(2-21)
در این حالت خطاهای و هیچ تأثیری یا رابطه‌ای بر هم ندارند.
خطاهای اندازه‌گیری دارای یک توزیع نرمال (گوسی) است. با توجه به فرضیات 2، 3 و 4 بالا توزیع احتمال به‌وسیله معادله زیر داده می‌شود
(2-22)
پارامترهای معرفی کننده خطا مثل معلوم هستند.
تنها متغیری که دارای خطاهای رندوم می‌باشد دمای اندازه‌گیری شده است. پارامترهای اندازه‌گیری شده مکان‌های اندازه‌گیری شده، ابعاد جسم گرم شونده و تمامی کمیت‌هایی که در فرمول نویسی ظاهرشده‌اند به‌دقت مشخص هستند.
اطلاعات پیشین کمیت‌ها جهت تخمین موجود نیست (می‌تواند پارامتر یا تابع باشند) اگر این اطلاعات موجود می‌بود می‌توانست جهت بهبود تخمین مقادیر بکار رود.
در ادامه چندین تکنیک مختلف برای حل مسائل IHTP را معرفی می‌نماییم. این‌گونه تکنیک‌ها معمولاً نیازمند حل مستقیم مربوطه می‌باشد. البته ارائه روش‌هایی که مسائل معکوس را بدون ارتباط با مسائل مستقیم حل کنند بسیار دشوار است.
تکنیک‌های حل مسائل می‌توانند به‌صورت زیر طبقه‌بندی شوند:
روش‌های معادلات انتگرالی
روش‌های تبدیل انتگرال
روش‌های حل سری
روش‌های چندجمله‌ای
بزرگنمایی معادلات هدایت گرمایی
روش‌های عددی مثل تفاضل محدود، المان محدود و المان مرزی
تکنیک‌های فضایی با اعمال فیلترینگ نویز اضافی مثل روش نرم کردن
تکنیک فیلترینگ تکرارشونده [29]
تکنیک حالت پایدار
روش تابع مشخصه متوالی بک
روش لوبنرگ - مارگارت برای مینیمم کردن نرم کوچک‌ترین مربعات
روش منظم سازی تیخونوف
روش منظم سازی تکراری برآورد توابع و پارامترها
الگوریتم ژنتیک [30]
2-8-3 ارزیابی روش‌های مسائل معکوس حرارتیاگر مسائل معکوس شامل تعداد زیادی پارامتر مانند برآورد شار حرارتی گذرا در زمان‌های مختلف باشند، ممکن است نوساناتی در حل رخ دهد. یک روش برای کاهش این ناپایداری‌ها استفاده از منظم سازی تیخونوف می‌باشد.
2-8-4 تکنیک‌های حل مسائل انتقال حرارت معکوسهدف اصلی این بخش معرفی تکنیک‌هایی جهت حل مسائل انتقال حرارت معکوس و روابط ریاضی موردنیاز می‌باشد.
گر چه تکنیک‌های زیادی موجود هستند، اما در اینجا به ذکر 4 تکنیک قدرتمند بسنده می‌کنیم.
لونبرگ - مارکوت برای تخمین پارامترها
گرادیان مزدوج برای تخمین پارامترها
گرادیان مزدوج با مسئله اضافی برای تخمین پارامترها
گرادیان مزدوج با مسئله اضافی برای تخمین توابع
این روش‌ها معمولاً کافی، تطبیق‌پذیر، مستقیم و قدرتمند جهت غلبه بر مشکلات موجود در حل معادلات انتقال حرارت معکوس می‌باشند.
تکنیک I: این تکنیک یک روش تکراری برای حل مسائل کوچک‌ترین مربعات تخمین پارامترهاست. این روش اولین بار در سال 1966 توسط لونبرگ [31] ایجاد شد، سپس در سال 1963 مارکوارت [32] همان تکنیک را با استفاده از روشی دیگر به دست آورد. حل مسائل معکوس به این روش، نیازمند محاسبه ماتریس حساسیت J می‌باشد. ماتریس حساسیت به‌صورت زیر تعریف می‌گردد:
(2-23)
جایی که:

تعداد اندازه‌گیری I =
تعداد پارامترهای نامعلوم N =
دمای iام تخمین زده‌شده
پارامتر jام نامعلوم
این ضریب حساسیت نقش مهمی را در تکنیک‌های I تا III ایفا می‌کند و در ادامه روش‌های متفاوت حل بیان خواهد شد.
این روش برای حل معادلات خطی و غیرخطی بسیار مؤثر است. گر چه در مسائل غیرخطی با افزایش پارامترهای نامعلوم ممکن است حل ماتریس حساسیت به درازا بکشد.
تکنیک II روش گرادیان مزدوج در بهینه‌سازی را جهت تخمین پارامترها بکار می‌برد، که همانند تکنیک I نیازمند حل ماتریس حساسیت بوده که مخصوصاً در حالت غیرخطی وقتی تعداد پارامترها زیاد شوند کاری زمان‌بر است.
تکنیک‌های III و IV: روش گرادیان مزدوج در کوچک‌سازی را با مسئله اضافی بکار می‌برد[33-36]
روش III مخصوصاً برای مسائلی که جهت تخمین ضریب آزمایشی در تخمین توابع بکار برده می‌شوند مناسب است. مسئله اضافی در جهت کاهش نیاز به حل ماتریس حساسیت استفاده می‌شود.
تکنیک IV روشی برای تخمین توابع می‌باشد مخصوصاً وقتی‌که اطلاعات مقیاسی درباره فرم تابع کمیت نامعلوم در دسترس نباشد.
تکنیک‌های اول، سوم و چهارم به همراه شرط توقف مناسب جهت تکرارهایشان؛ جزء دسته تکنیک‌های خطی سازی تکراری هستند.
در ادامه به بررسی و معرفی گام‌های اولیه و الگوریتم حل این روش‌ها با استفاده از روش تمام دامنه می‌پردازیم.
2-8-5 تکنیک I2-8-5-1 شرح تکنیک
این روش برای حل مسائل غیرخطی ابداع شد گر چه می‌توان آن را در مسائل خطی بسیار ناهنجار که از طریق مرسوم قابل‌حل نمی‌باشند نیز اعمال کرد. گام‌های اصلی روش به‌صورت زیر است:
مسئله مستقیم
مسئله معکوس
پروسه تکرار
شرط توقف
حل الگوریتم
این روش یک متد کاهشی شدید می‌باشد. در حل مسئله مستقیم، هدف یافتن دمای گذرا می‌باشد. در حل مسئله غیرمستقیم، هدف یافتن پارامتر نامعلوم با استفاده از دمای گذرای اندازه‌گیری شده در نقاط مختلف می‌باشد.
ماتریس حساسیت یا ماتریس ژاکوبین به‌صورت زیر تعریف می‌شود:
(2-24)
N: تعداد کل پارامترهای نامعلوم
I: تعداد کل اندازه‌گیری
المان‌های ماتریس حساسیت ضریب حساسیت نامیده شده و با نشان داده می‌شود. برای معادلات خطی این ماتریس تابع پارامترهای مجهول نیست اما در حالت غیرخطی ماتریس دارای پارامتری وابسته به p (مجهول) می‌باشد.
ذکر این نکته ضروری است که ماتریس که شرط شناسایی نامیده می‌شود نبایستی برابر صفر باشد زیرا اگر این مقدار برابر صفر با حتی مقداری بسیار کوچک باشد، پارامتر مجهول را نمی‌توان از پروسه معادلات تکراری به دست آورد.
مسائلی که شرط شناسایی تقریباً صفر داشته باشند مسائل ناهنجار نامیده می‌شوند. مسائل انتقال حرارت معکوس عموماً از این دسته‌اند؛ مخصوصاً در نزدیکی حدس اولیه‌ای که برای پارامترهای نامعلوم بکار می‌بریم.
ضریب حساسیت ، میدان حساسیت دمای اندازه‌گیری شده با توجه به تغییرات پارامتر مجهول p می‌باشد. میزان اندک نشان‌دهنده این است که تغییرات زیاد باعث تغییرات اندکی در می‌شوند به‌آسانی قابل‌فهم است که در این‌گونه موارد تخمین کاری دشوار می‌باشد زیرا عملاً هر مقدار گستره بزرگی از ها را در برمی‌گیرد. در حقیقت وقتی ضریب حساسیت کوچک استJTJ≃0 بوده و مسئله ما ناهنجار می‌باشد. به همین علت داشتن ضرایب حساسیت غیر وابسته خطی با اندازه بزرگ مطلوب می‌باشد، تا مسئله معکوس به خطاهای اندازه‌گیری حساس نبوده و پارامترها به‌صورت دقیق تخمین زده شوند. لازم است که تغییرات ضریب حساسیت قبل از حل مسئله آزمایش شود. این‌گونه آزمایش‌ها بهترین مکان حس‌گر و زمان اندازه‌گیری در طی حل را به دست می‌دهد.
لونبرگ - مارکارت برای کاستن از این وابستگی، از دو پارامتر (عامل استهلاک) و (ماتریس قطری) استفاده کردند. هدف از اعمال ترم کاهش نوسانات و ناپایداری‌ها در طی شرایط ناهنجار؛ از طریق بزرگ کردن مؤلفه‌هایش در مقایسه با در شرایط موردنیاز، می‌باشد.
عامل استهلاک در ابتدای پروسه تکرار بزرگ در نظر گرفته می‌شود تا در ناحیه اطراف حدس اولیه بکار رود. با کمک این روش دیگر لازم نیست ماتریس در ابتدای پروسه نامساوی صفر باشد. چون در ابتدا ضریب بزرگ است. روش لونبرگ یک به سمت متد کاهشی شدید گرایش دارد، اما با ادامه پروسه تکرار و کوچک‌تر شدن ضریب در طی این پروسه، روش به سمت روش گوس گرایش پیدا می‌کند. شرط توقف پیشنهادی توسط دنیس و شنابل کوچک بودن فرم کوچک‌ترین مربعات، گرادیان تابع مجهول و همگرایی پارامترها را چک می‌کند.
الگوریتم محاسباتی لونبرگ - مارکارت را می‌توان در موارد استفاده از چندین حس‌گر ارتقا بخشید.
2-8-5-2 روش‌های محاسبه ضرایب حساسیت
روش‌های متعددی جهت محاسبه ضرایب حساسیت موجود است که در ادامه سه نمونه از آن‌ها ذکرشده است.
تحلیل مستقیم
مسائل مقدار مرزی
تقریب تفاضل محدود
روش تحلیل مستقیم: اگر مسئله مستقیم هدایت خطی بوده و حل تحلیل برای حوزه دمایی موجود باشد، ضریب حساسیت با تفاضل گیری جواب در جهت (پارامتر نامعلوم) به دست می‌آید.
اگر غیر وابسته به باشد، آنگاه مسئله معکوس جهت محاسبه خطی خواهد بود.
در مسائلی که چندین درجه بزرگی موجود باشد، ضریب حساسیت نسبت به هرکدام از پارامترها باید چندین مرتبه بزرگ‌تر باشد که این موضوع خود باعث ایجاد مشکلات و سختی‌هایی در مقایسه و شناسایی وابستگی خطی بودن شود. این سختی‌ها را می‌توان با آنالیز ابعادی ضرایب حساسیت یا با استفاده از فرمول زیر کاهش داد:
(2-25)
با توجه به اینکه ضریب حساسیت ذکرشده در بالا هم واحد با درجه حرارت است، مقایسه مرتبه بزرگی آن راحت‌تر است.
مسائل مقدار مرزی: یک مسئله مقدار مرزی می‌تواند با تفاضل گیری از مسئله مستقیم اصلی نسبت به ضرایب مجهول جهت به دست آوردن ضرایب حساسیت بکار رود. اگر مسئله هدایت مستقیم خطی باشد، ساختار مسئله حساسیت مربوطه ساده و مستقیم است. در حالت‌های پیشرفته حل ضرایب حساسیت می‌تواند بسیار زمان‌بر باشد و بایستی از روش‌های عددی مثل تفاضل محدود بهره گرفت.
تقریب تفاضل محدود: می‌توان تفاضل اول ظاهرشده در تعریف را از طریق تفاضل پیشرو یا تفاضل مرکزی حل کرد اما برای حل به این روش لازم است N مجهول اضافی در حالت اول و N2 مجهول اضافی در حالت دوم محاسبه شود که خود بسیار زمان‌بر خواهد بود.
2-8-6 تکنیک II 2-8-6-1 متد گرادیان مزدوجروش گرادیان مزدوج روش تکرار مستقیم و قدرتمندی درزمینه حل مسائل خطی و غیرخطی معکوس می‌باشد. در پروسه تکرار، در هر تکرار یک گام مناسب در جهت ترولی انتخاب می‌شود تا تابع موردنظر را کاهش دهد.
جهت نزولی از ترکیب خطی جهت منفی گرادیان در گام تکرار حاضر با جهت نزولی تکرار پیشین به دست می‌آید. این ترکیب خطی به‌گونه‌ای است که زاویه جهت نزولی و جهت منفی گرادیان کمتر از ۹۰° باشد تا مینیمم شدن تابع موردنظر حتمی گردد[34,37-39]. روش گرادیان مزدوج با شرط توقف مناسب به‌دست‌آمده از تکنیک تنظیم تکرارها، که در آن مقدار تکرارها به‌گونه‌ای انتخاب می‌شود که جواب پایدار به دست دهد، در حل مسائل معکوس بکار می‌رود.
الگوریتم روش به‌صورت گام‌های زیر است:
مسئله مستقیم
مسئله معکوس
پروسه تکرار
شرط توقف
الگوریتم محاسباتی
در ادامه به بررسی گام‌های فوق پرداخته خواهد شد.
در حل مسئله معکوس شار حرارتی مجهول را به‌صورت تابعی خطی به فرم زیر در نظر می‌گیریم:
(2-26)
که در آن تابع تست معلوم و پارامترهای مجهول می‌باشند.
بدین ترتیب تخمین تابع مجهول به تخمین پارامترهای مجهول ، تقلیل می‌یابد. این‌گونه پارامترها را می‌توان با روش تفاضل مربعات مجهولی حل کرد.
(2-27)
S: مجموع مربعات خطاها یا تابع موردنظر
p: بردار پارامترهای مجهول
: دمای تخمین زده‌شده در زمان
: دمای اندازه‌گیری شده در زمان
: تعداد کل پارامترهای مجهول
I: تعداد کل اندازه‌گیری‌ها، به‌طوری‌که
ذکر دو نکته در اینجا ضروری می‌نماید:
بردار گرادیان جهت سریع‌ترین افزایش را نشان می‌دهد، لذا قرینه بردار جهت سریع‌ترین کاهش را نشان می‌دهد. بنابراین روش‌هایی که از بردار گرادیان جهت بهینه‌سازی استفاده می‌کنند نسبت به روش‌های دیگر سریع‌تر به نقطه مینیمم می‌رسند.
بیشترین نرخ تغییر تابع f در هر نقطه ، برابر اندازه بردار گرادیان در آن نقطه است. در بیشتر روش‌های بهینه‌سازی نیاز است که نقطه مینیمم در یک راستای مشخص تعیین گردد. یعنی لازم است نرخ تغییر تابع هدف از یک نقطه مانند در راستای مشخصی مانند نسبت به پارامتری چون محاسبه شود.
لذا اگر نرخ تغییر تابع در راستای برابر باشد با
(2-28)
و درصورتی‌که تابع f را در جهت مینمم کند؛ مینمم تابع در نقطه خواهد بود زیرا
(2-29)
پروسه تکرار در روش گرادیان مزدوج جهت کمینه‌سازی نرم داده‌شده به‌صورت زیر می‌باشد
(2-30)
جایی که جستجوگر سایز گام، جهت نزول و بالانویس k نمایانگر تعداد تکرار است.
جهت نزولی به‌صورت پیوستگی جهت گرادیان و و جهت نزولی تکرار قبلی می‌باشد که فرم ریاضی آن به‌صورت زیر است:
(2-31)
تعاریف گوناگونی برای ضریب همبستگی موجود است. به‌عنوان‌مثال بسط پولاک - ریبیر (معادله 2-32) در مراجع[37,40,41] و بسط فلچر - ریوز (معادله 2-33) در مراجع[37,38,40] آمده است.
(2-32) γk=j=1N∇S(pk)j∇Spk-∇S(pk-1)jj=1N∇S(pk-1)2j k=1,2,…
وقتی‌که برای k=0 شرط مرزی γ0=0 برقرار باشد.
(2-33) γk=j=1N∇S(pk)2jj=1N∇S(pk-1)2j k=1,2,…
بسط جهت گرادیان نسبت به پارامتر مجهول p به‌صورت
(2-34)
می‌باشد. جایی که ماتریس حساسیت می‌باشد. به‌عبارت‌دیگر درایه jام جهت گرادیان را می‌توان از فرم صریح
(2-35)
به دست آورد.
هرکدام از بسط‌های ذکرشده در مراجع جهت باعث ایجاد زاویه کمتر از بین جهت نزول و جهت منفی گرادیان شده، درنتیجه تابع بهینه می‌گردد.[36]
این بسط‌ها در مسائل خطی هم‌ارز بوده اما در مسائل غیرخطی، بر طبق برخی مشاهدات، بسط پولاک - ریبیر باعث بهبود همگرایی می‌شود. باید دانست که اگر باشد، در تمامی تکرارها جهت نزول همان جهت گرادیان می‌باشد و طول گام بهینه کاهشی به دست خواهد آمد گر چه روش گام بهینه کاهشی به‌سرعت روش گرادیان مزدوج همگرا نمی‌شود. گام جستجو از کمینه ساختن تابع نسبت به به دست می‌آید.
(2-36)
با جایگذاری از معادله (2-30) در معادله بالا و همچنین خطی سازی بردار دمای با بسط سری تیلور گام جستجو به‌صورت ماتریس زیر به دست خواهد آمد:
(2-37)
پس از محاسبه ماتریس حساسیت به یکی از روش‌های گفته‌شده در قبل، جهت گرادیان ، ضریب همبستگی و گام جستجو پروسه تکرار تا رسیدن به‌شرط توقف که طبق قانون اختلاف می‌باشد ادامه پیدا می‌کند.
(2-38) : شرط توقف
(2-39) Yti-T(xmeas,ti≈σi
σ: انحراف معیار استاندارد
(2-40) Ԑ=i=1Iσi2=Iσ2
اگرچه استفاده از این فرضیه جهت تکنیک I لازم نیست؛ زیرا تکنیک اول به‌صورت اتوماتیک با کنترل پارامتر استهلاک و کاهش شدید صعود بردار پارامترها در پروسه تکرار از ناپایداری جواب‌ها جلوگیری می‌کند. استفاده از قانون اختلاف نیازمند اطلاعات اولیه از انحراف استاندارد خطای اندازه‌گیری می‌باشد. یک روش جایگزین می‌تواند استفاده از اندازه‌گیری‌های اضافی باشد.
2-8-6-2 الگوریتم محاسباتی تکنیک دومبا فرض آنکه دماهای اندازه‌گیری شده در زمان‌های بوده و حدس اولیه برای بردار مجهول p باشد. ابتدا قرار داده و سپس:
گام 1: حل معادله مستقیم حرارت با استفاده از و به دست آوردن بردار دمای اندازه‌گیری
گام 2: ارائه حل اگر شرط توقف (2-38) ارضا نشده باشد.
گام 3: حل ماتریس حساسیت از معادله (2-35) به یکی از روش‌های گفته‌شده
گام 4: با دانستن Y، و جهت گرادیان از معادله (2-34) به‌دست‌آمده سپس از معادلات (2-32) یا (2-33) محاسبه می‌گردد.
گام 5: جهت نزول از معادله (2-31) محاسبه می‌آید.
گام 6: با دانستن ، Y، و گام جستجو از معادله (2-37) به دست می‌آید.
گام 7: با دانستن و و حدس جدید از معادله (2-30) به دست می‌آید.
گام 8: بجای k، 1+k را جایگزین کرده به گام 1 بازمی‌گردد.
2-8-6-3 اندازه‌گیری پیوستهتا اینجا فرض بر گسسته بودن دامنه زمانی و دماهای اندازه‌گیری شده بوده است. در حالتی که تعداد داده‌ها به‌اندازه‌ای باشد که بتوان آن‌ها را تقریباً پیوسته در نظر گرفت نیازمند برخی اصلاحات در فرم اولیه، بردار گرادیان(معادله 4-18)، گام جستجو(معادله 4-21) و تلورانس (معادله 4-24) مورداستفاده در قانون اختلاف می‌باشد.
با فرض پیوستگی اطلاعات اندازه‌گیری شده انتگرال تابع در بازه زمان 0≤t≤tf به‌صورت:
(2-41)
نوشته‌شده که تابع گرادیان معادله بالا نیز به‌صورت
(2-42)
نوشته می‌گردد. به‌عبارت‌دیگر هر جزء بردار گرادیان به فرم
(2-43)
خواهد بود. در ادامه گام جستجو نیز باید به فرم پیوسته برای دامنه زمان بازنویسی گردد.
که این مهم با بهینه‌سازی تابع برحسب در دامنه محقق می‌گردد. لذا
(2-44)
که این معادله بسیار شبیه به فرم گسسته می‌باشد.
تلورانس نیز به‌صورت نوشته می‌گردد و الگوریتم حل همچنان دست‌نخورده باقی خواهد ماند.
در مسائلی که هدف تعیین ضرایب پارامتری شده تابع مجهول باشد تکنیک III راه‌حلی جایگزین جهت پرهیز از حل چندباره ماتریس حساسیت در به دست آوردن جهت گرادیان و گام جستجو می‌باشد.
2-8-7 تکنیک III 2-8-7-1 روش گرادیان مزدوج با مسئله اضافی جهت تخمین پارامترهادر این بخش به تشریح روشی دیگر از متد گرادیان مزدوج پرداخته می‌شود که با کمک حل دو مسئله کمکی، مسئله حساسیت و مسئله اضافی، به حل گام جستجو و معادله گرادیان می‌پردازد. این روش مخصوصاً در مسائلی که هدف یافتن ضرایب توابع امتحانی بکار رفته در فرم تابع مجهول می‌باشد کاربرد دارد.
جهت راحتی مراحل بعدی آنالیز، مقادیر اندازه‌گیری شده پیوسته فرض می‌گردد.
فرم معادله تفاضل مربعات به‌صورت
(2-45)
است. مطابق قبل دمای اندازه‌گیری شده و دمای تخمین زده‌شده در نقطه در بازه زمانی می‌باشد.
گام‌های اصلی حل به شرح زیر بوده که در ادامه به شرح بیشتر هرکدام پرداخته می‌شود.
مسئله مستقیم
مسئله معکوس
مسئله حساسیت
مسئله اضافی الحاقی
معادله گرادیان
پروسه تکرار
شرط توقف
الگوریتم محاسباتی
گام‌های اول و دوم همانند سابق بوده لذا از شرح مجدد خودداری می‌گردد. در گام سوم تابع حساسیت حاصل حل مسئله حساسیت به‌صورت مشتق وابسته دما در جهت آشفتگی تابع مجهول تعریف می‌شود.
این مسئله می‌تواند با فرض اینکه دما با مقدار دچار آشفتگی شده وقتی‌که چشمه حرارتی با میزان دچار انحراف گردیده به دست آید. که انحراف از مجموع انحراف هر یک از پارامترهایش حاصل‌شده است.
(2-46)
اکنون اگر در معادله مستقیم با و با جایگزین گردد، معادله حساسیت به دست خواهد آمد.
عامل لاگرانژ جهت بهینه‌سازی تابع استفاده می‌گردد. این عامل جهت محاسبه تابع گرادیان با کمک حل مسئله الحاقی در مسئله حساسیت لازم می‌باشد. در این راستا با ضرب معادله مشتق جزئی مسئله مستقیم در ضریب لاگرانژ و انتگرال‌گیری آن در حوزه زمان و جمع معادله حاصل بافرم اولیه تابع ، جایگزین به دست می‌آید.
مشتق وابسته در جهت آشفتگی از جایگزینی ، و بجای ، و در معادله به‌دست‌آمده و صرف‌نظر کردن از ترم‌های درجه دوم حاصل می‌شود. می‌توان با حل جزءبه‌جزء طرف راست مسئله و صرف‌نظر کردن از انتگرال‌های شامل به فرم ساده‌شده معادله الحاقی دست‌یافت.
بنا بر تعریف، مشتق وابسته در جهت بردار به‌صورت
(2-47)
نوشته می‌شود. استفاده از معادله الحاقی برای آن دسته از مسائلی که حل تحلیل نداشته و نیاز به استفاده از روش‌های تفاضل محدود است، مناسب می‌باشد. با این روش، گرادیان با حل تنها یک معادله الحاقی به دست می‌آید. درحالی‌که روش دوم نیازمند حل N باره مسئله مستقیم جهت به دست آمدن ضرایب حساسیت می‌باشد.
گام جستجو که جهت بهینه‌سازی تابع در هر تکرار بکار می‌رود از خطی سازی دمای تخمین زده‌شده در فرم بهینه تابع با کمک بسط سری تیلور به دست می‌آید.
(2-48)
که حل مسئله حساسیت حاصل از قرار دادن در محاسبه معادله (2-46) می‌باشد.
باید توجه داشت که در هر گام تکرار لازم است یک مسئله حساسیت جهت محاسبه حل گردد.
شرط توقف نیز همانند تکنیک به‌صورت می‌باشد.
2-8-7-2 الگوریتم محاسباتی تکنیک سومبه‌صورت خلاصه الگوریتم حل به‌صورت زیر می‌باشد. با قرار دادن ، فرضیات و مطابق تکنیک II می‌باشد.
مرحله 1: محاسبه از معادله و آنگاه حل معادله مستقیم جهت به دست آوردن
مرحله 2: بررسی شرط توقف و ارائه حل در صورت ارضاء نشدن آن
مرحله 3: حل معادله الحاقی جهت محاسبه با دانستن و
مرحله 4: با دانستن ، به دست آوردن پارامترهای بردار گرادیان
مرحله 5: با دانستن ، محاسبه و آنگاه جهت نزول
مرحله 6: با قرار دادن ، محاسبه و سپس حل مسئله حساسیت برای به دست آوردن
مرحله 7: با دانستن ، به دست آوردن گام جستجو
مرحله 8: با دانستن و، محاسبه تخمین جدید و جایگزینی k با 1+k و آنگاه بازگشت به مرحله 1
2-8-8 تکنیک IV2-8-8-1 گرادیان مزدوج با مسئله الحاقی برای تخمین توابعدر این روش هیچ اطلاعات اولیه از فرم تابع مجهول به‌جز فضای تابع موجود نیست. در اینجا تابع به‌صورت زیر تعریف می‌گردد.
(2-49)
و گام‌های حل نیز مانند تکنیک III می‌باشد.
تفاوت این روش با دو تکنیک قبل در این است که دیگر به‌صورت ساده پارامتری نوشته نمی‌شود. حل مسائل الحاقی و حساسیت در حالت کلی بسیار شبیه حالت تکنیک III می‌باشد. اما جهت محاسبه معادله گرادیان دیگر نمی‌توان مانند گذشته عمل نمود.
از مقایسه مسئله الحاقی و می‌توان معادله گرادیان را به دست آورد.
(2-50)
تابع مجهول از بهینه‌سازی به دست خواهد آمد. لذا پروسه تکرار به‌صورت
(2-51)
خواهد بود. که در آن ، جهت نزول، به‌صورت زیر می‌باشد.
(2-52)
همچنین ضریب نیز می‌تواند از هرکدام از بسط‌های پولاک - ریبیر و یا فلچر - ریوز به دست آید.
در انتها نیز از بهینه‌سازی نسبت به و پس از ساده‌سازی با اعمال بسط سری تیلور، مشتق‌گیری نسبت به و مساوی صفر قرار دادن آن، به دست می‌آید.
(2-53)
که در آن جواب مسئله حساسیت با جایگزینی می‌باشد.
ازآنجاکه معادله گرادیان در زمان نهایی همواره صفر می‌باشد لذا حدس اولیه هرگز تحت پروسه تکرار تغییر نمی‌کند. لذا تابع تخمین زده‌شده می‌تواند از جواب دقیق منحرف گردد که جهت غلبه بر این موضوع می‌توان از بازه زمانی بزرگ‌تر از بازه موردنیاز استفاده نمود. همچنین می‌توان با تکرار حل معکوس و استفاده از جواب تکرار قبل جهت حدس اولیه نیز اثر این مشکل را کاهش داد.
شرط توقف نیز مانند تکنیک پیشین می‌باشد که در موارد بدون خطا می‌تواند مقداری بسیار کوچک یا حتی صفر داشته باشد.
2-8-8-2 الگوریتم محاسباتی تکنیک چهارمبه‌صورت خلاصه الگوریتم محاسباتی این تکنیک به شرح زیر می‌باشد:
مرحله 1: حل معادله مستقیم و محاسبه بر اساس
مرحله 2: بررسی شرط توقف و ادامه حل در صورت ارضا نشدن آن
مرحله 3: با دانستن و ، حل معادله الحاقی و به دست آوردن
مرحله 4: حل با دانستن
مرحله 5: با دانستن گرادیان ، محاسبه از هرکدام از بسط‌های ذکرشده و نیز جهت نزول
مرحله 6: با قرار دادن و حل معادله حساسیت، به دست آوردن
مرحله 7: با دانستن ، به دست آوردن گام جستجو
مرحله 8: با دانستن گام جستجو و جهت نزول، محاسبه مقدار جدیدو بازگشت به مرحله 1
حل معادله مستقیم جواب‌های دقیق را به دست می‌دهد.
برای محاسبه داده‌های دارای خطا می‌توان از راه‌حل زیر استفاده نمود:
(2-54)
که در آن ω متغیر رندوم با پراکندگی نرمال که دارای هسته اصلی صفر و انحراف معیار استاندارد می‌باشد. با اطمینان 99% به‌صورت -2.576<ω<2.576 بوده که می‌تواند از زیر برنامه IMSL یا DRRNOR به دست آید [31]. این مقادیر می‌تواند بجای داده‌های آزمایشگاهی اندازه‌گیری شده جهت حل معکوس استفاده شود.
فصل سوم: مدل ریاضی
3-1 مقدمهطبیعت پیچیده انتقال حرارت در بافتهای زنده مانع مدل‌سازی ریاضی دقیقی شده است. فرضیات و ساده‌سازی‌هایی باید انجام شود. در ادامه مروری مختصر بر معادلات و توزیع دما دربافت‌های زنده خواهیم داشت.
3-2 مدل‌های هدایت گرماییاز معادله انتقال حرارت زیستی پنز [25]شروع می‌کنیم که در سال 1948 ارائه‌شده است. ویژگی این معادله ساده بودن آن و کاربردی بودنش در شرایط خاص است.مدل‌هایی که در این بخش ارائه گردیده مدل‌های ماکروسکوپیکی است که بیشتر از سایر مدل‌ها در توصیف انتقال گرما مورداستفاده قرار می‌گیرند.
3-2-1 مدل پنزمعادله پنزبر اساس فرض‌های ساده کننده‌ای طبق فاکتور زیر است:
تعادل گرمایی: انتقال حرارت بین خون و بافت در بسترهای کپیلاری و همچنین رگ‌ها انجام می‌شود. ازاین‌رو از انتقال حرارت بین خون و بافت قبل و بعد از ورود به بافت صرف‌نظرمی‌شود.
2) تزریق وریدی خون: جریان خون در مویرگ‌های کوچک، ایزوتروپیک فرض می‌شود. این فرض باعث می‌شود جهت جریان کم‌اهمیت شود.
3)آرایش رگ‌ها:
رگ‌های خونی بزرگ‌تر در همسایگی بستر مویرگ‌های کپیلاری هیچ نقشی در تبادل حرارت بین بافت و خون مویرگ ایفا نمی‌کند. بنابراین، مدل پنزهندسهی رگ‌های اطراف را در نظر نمی‌گیرد.
4) دمای خون:
فرض می‌شود که خون با همان دمای هسته بدن Ta0 به مویرگها میرسد که به‌طور مداوم با بافت‌ها که در دمای T قرار دارند، تبادل گرمایی می‌کنند. بر اساس این فرضیات معادله پنز اثر خون را به‌عنوان یک منبع حرارتی ایزوتروپیک (یا چاه گرمایی) مدل کرده است که با نرخ جریان خون و اختلاف دمای بینTa0و T متناسب است.در این مدل، خونی که مسیر خود را آغاز می‌کند، تا زمانی که به مویرگ‌هاورگه‌ای درون بافت‌ها برسد در نظر گرفته می‌شود (المان بافتی که خون در آن واردشده است را در شکل 3-1.درنظر بگیرید). المان به‌اندازه کافی بزرگ است که رگ‌ها و مویرگ‌ها را در برداشته باشد، امّا در مقایسه با ابعادی که ما موردبررسی قرار می‌دهیم کوچک است.
1311275299085
شکل3-1. المان در نظر گرفته‌شده برای به دست آوردن معادله انتقال حرارت زیستی پنز
با نوشتن معادله انرژی به‌صورت زیر داریم:
(3-1) Ein+Eg-Eout=E
در اینجا از اثر جابجایی صرف‌نظر شده و به‌جای آن ترم مربوط به تزریق وریدی خون اضافه‌شده است. ساده‌ترین راه برای بررسی این ترم این است که آن را به‌صورت ترم تولید انرژی در نظر بگیریم.
اگرنرخ انرژی اضافه‌شده توسط خون در واحد حجم بافت:q''bانرژی متابولیک تولیدشده در واحد حجم بافت:q''mبا درنظر گرفتن المان موجود در شکل 1 خون با دمای مرکزی بدن به آن وارد می‌شودTa0 و در داخل المان به دمای تعادل المان بافت که T است، می‌رسد.
(3-2) q'''b=ρbCbWbTa0-T
که در معادله فوق، Cb گرمای ویژه خون، Wb نرخ خون تزریق وریدی بر واحد حجم بافت و ρb چگالی خون هست.
با استفاده از معادله انرژی و حذف کردن ترم جابجایی و استفاده از موارد فوق داریم:
(3-3) ∇.k∇T+ρbCbWbTa0-T+q'''m=ρC∂T∂t
که Cگرمای ویژه بافت، k هدایت گرمایی و ρ چگالی بافت است.
در معادله فوق اولین‌ترم مربوط به هدایت در 3 جهت است. با توجه به سیستم مختصات موردنظر ما به سه حالت زیر تبدیل می‌شود:
مختصات کارتزین،
(3-4) ∇.k∇T=∂∂xk∂T∂x+∂∂yk∂T∂y
مختصات استوانه‌ای،
(3-5) ∇.k∇T=1r∂∂rkr∂T∂r+1r2∂∂θk∂T∂θ+∂∂zk∂T∂z
مختصات کروی،

user8344

5-1 تجزیه وتحلیل یافته ها...............................................................................................79
5-2 نتیجه گیری نهایی.....................................................................................................87
5-3 کاربرد یافته ها.........................................................................................................89
5-4 پیشنهادات برای پژوهش های بعدی..............................................................................90
5-6 منابع ومأخذ.............................................................................................................91
پیوست ها
فهرست جداول فصل چهار
جدول 4-1 : توزیع واحدهای مورد پژوهش بر حسب سن.......................................................50
جدول 4-2 : توزیع واحدهای مورد پژوهش بر حسب جنس.....................................................50
جدول 4-3 : توزیع واحدهای مورد پژوهش بر حسب BMI ....................................................51
جدول 4-4 : توزیع واحدهای مورد پژوهش برحسب تشخیص بیماری.......................................51
جدول 4-5 : توزیع واحدهای مورد پژوهش بر حسب مد دستگاه ونتیلاتور.................................52
جدول 4-6 : میانگین وانحراف معیار واحدهای مورد پژوهش بر حسب طول مدت بستری ، SOFA و متغیر های فشاری :......................................................................................................... 53
جدول 4-7 : میانگین وانحراف معیارIAP واحدهای مورد پژوهش بر حسب زوایای مختلف سر تخت به تفکیک دفعات اندازه گیری .............................................................................................54
جدول 4-8 : تغییرات IAP در سه وضعیت صفر ، 15 و30 درجه بر اساس درجه بندی هیپرتانسیون
داخل شکمی ...................................................................................................................56
جدول 4-9 : مقایسه میانگین وانحراف معیارIAP بر حسب گرو های سنی به تفکیک وضعیتهای مختلفسرتخت......................................................................................................................58
جدول 4-10 : مقایسه تغییرات IAP بین زوایای 15-0 و 30-0 بر حسب سن واحدهای مورد پژوهش...60
جدول 4- 11 : مقایسه میانگین وانحراف معیار IAP بر حسب جنس به تفکیک زوایای مختلف سر تخت..61
جدول 4- 12 : مقایسه متوسط تغییرات IAP بین زوایای 15-0 و 30-0 بر حسب جنس .....................63
جدول 4- 13 : مقایسه میانگین وانحراف معیار IAP بر حسب گروه های BMI به تفکیک زوایای مختلف
سرتخت...............................................................................................................................64
جدول 4-14: مقایسه متوسط تغییرات IAP بین زوایای 15-0 و 30-0 سر تخت بر حسب گروه های BMI..................................................................................................................................66
جدول 4 – 15 : مقایسه اختلاف IAP در سه زوایه مختلف سر تخت بین گرو های BMI ....................67
جدول 4 – 16 : مقایسه میانگین وانحراف معیار IAP بر حسب تشخیص بیماری به تفکیک زوایای مختلف سرتخت...............................................................................................................................68
جدول 4- 17 : مقایسه متوسط تغییرات IAP بین زوایای 15- 0 و 30 – 0 سر تخت بر حسب تشخیص بیماری................................................................................................................................70
جدول 4 – 18: مقایسه میانگین وانحراف معیار IAP بر حسب مد دستگاه ونتیلاتور به تفکیک زوایای مختلف سر تخت..................................................................................................................71
جدول 4 -19 : مقایسه تغییرات IAP بین زوایای 15- 0 و 30 -0 بر حسب مد دستگاه ونتیلاتور .........73
جدول 4 - 20 : ضریب همبستگی پیرسون متغیرهای IAP و تغییرات آن در زوایای مختلف سر تخت....74
جدول 4 – 21 : محدوده توافق و میزان خطای IAP بین زوایای مختلف سر تخت.............................75
فهرست نمودار های فصل چهار :
نمودار 4- 1 : تغییرات فشار داخل شکمی از زاویه صفر درجه به سمت زاویه 30 درجه .....................55
نمودار 4- 2 : تغییرات فشار داخل شکمی بر اساس درجه بندی هیپرتانسیون داخل شکمی در سه زاویه صفر ، 15 و 30 درجه ..........................................................................................................57
نمودار4_3 : روند و مقدار تغییرات فشار داخل شکمی در زوایای مختلف سر تخت بر حسب گروه های سنی واحدهای مورد پژوهش..................................................................................................59
نمودار 4_4 : روند ومقدار تغییرات فشار داخل شکمی در زوایای مختلف بر حسب جنس واحدهای مورد پژوهش...............................................................................................................................62
نمودار 4 _ 5 : : روند ومقدار تغییرات فشار داخل شکمی در زوایای مختلف سر تخت بر حسب گروه های BMI واحدهای مورد پژوهش................................................................................................65
نمودار 4 _ 6 : : روند ومقدار تغییرات فشار داخل شکمی در زوایای مختلف سر تخت بر حسب تشخیص بیماری واحدهای مورد پژوهش..............................................................................................69
نمودار 4 _ 7 : روند ومقدار تغییرات فشار داخل شکمی در زوایای مختلف سر تخت بر حسب مد دستگاه ونتیلاتور ............................................................................................................................72
نمودار 4 – 8 : محدوده توافق و میزان خطا بین زوایای 15 و 0 درجه سر تخت ................................76
نمودار 4 – 9 : محدوده توافق و میزان خطا بین زوایای 30 و 0 درجه سر تخت ................................77

بیان مسئله :
فشار داخل شکمی ( (IAPبه شکل فزاینده ای به عنوان یک عامل مهم فیزیولوژیکی در بیماران بخش مراقبت ویژه مورد توجه قرار گرفته است (2،1). افزایش فشار داخل شکمی یک فرایند خاموش بالینی است که تا وقتی به طور کامل پیشرفت نکند تشخیص داده نمی شود .انجمن جهانی سندرم کمپارتمان شکمی (WSACS) میزان بروز هیپرتاسیون داخل شکمی (IAH)در بیماران بخشهای مراقبت ویژه از 18درصد تا8/58 درصد و در بیماران بدحال داخلی وجراحی 65 - 4/54 درصد بیان کرده است (2 ) . این دامنه وسیع در محیط های بالینی مختلف( جراحی یا داخلی ) ، وضعیت بیمار ( تروما ، سوختگی، بیماران بعد از عمل ) ، تنوع روش های اندازه گیری IAP و نیز عددی که برای تعریف هپیرتاسیون داخل شکمی انتخاب می شود ( 25-12 میلی مترجیوه ) متفاوت است (3). از این رو IAHبه عنوان یک سندرم دیسترس حاد تنفسی ((ARDS شکمی شناخته می شود(4). افزایش فشار داخلی شکمی نتایج و اثرات مختلف و مخربی برروی بافتهای اطراف و ارگانهای دیگر بدن دارد . اثر ایسکمیک وقتی IAP به 10 میلی متر جیوه و یا بیشتر برسد رخ می دهد .اما وقتی فشار به 20 میلی متر جیوه و بالاتر رسید ، آسیب ارگانی غیر قابل برگشت رخ می دهد سندرم کمپارتمان شکمی ایجاد می گردد (4،2) .
تحقیق رین تام و همکاران نشان داد که میزان مرگ و میر درروز بیمارن مبتلا به IAH بستری در بخش مراقبت ویژه در مقایسه با بیماران بدون ابتلاء به IAH در طی 28 روز به ترتیب 9/37 در مقابل 1/19 و در طی 90 روز 7/53 در مقابل 8/35 بود ، IAH اولیه به عنوان عامل خطر مستقل مرگ و میر شناخته شده است (5).
مطالعات نشان داده است که با پایش IAP در بیماران بستری در بیمارستان وبه بخصوص بیماران بستری در بخش های مراقبت ویژه طول مدت بستری بین 10 تا 13 روز کاهش پیدا می کند و بدنبال آن روازانه 2000 دلار صرفه جویی در هزینه های درمان می گردد. با درمان و مراقبت به موقع و زود هنگام در بیماران مبتلاء به IAH به ازای هر بیمار مبتلاء 10000 تا 20000 دلار صرفه جویی خواهد شد (2).
-22669567945
00
یافتهها در مطالعه کربز نشان داد که در بیماران تحت تهویه مکانیکی، تنظیم دستگاه تهویه مکانیکی بخصوص ((PEEP باید با توجه به اثرات فشار داخل شکمی برروی قفسه سینه و کمپلیانس ریه ها انجام شود(6). از طرف دیگرفشار داخل شکمی افزایش یافته می تواند یک عامل پیش بینی کننده نارسایی ارگانی و میزان مرگ و میر در این بخش ها باشد (7،3).
اکثر بیماران بخش های مراقبت ویژه تحت تاثیر مانیتورینگ های مختلف همودینامیک مانند (CVP ( و ((CO می باشند چیزی که اغلب به آن توجه نمی گردد این مسأله است که اندازه گیری های مختلف همودینامیک تحت تاثیر عوامل دیگری مثل تهویه مکانیکی وIAP می باشند (9،7،8 ) . علیرغم شیوع بالای IAH و اهمیت ACS و کنترل آن در بیماران بستری در بخش های مراقبت ویژه ، اندازه گیری فشار داخل شکمی کمتر مورد توجه قرار گرفته است و این در حالی است که اگر سندرم کمپارتمان شکمی و عوارض شدید آن رخ دهد تنها درمان جراحی برای کاهش فشار داخل شکمی کاربرد دارد . بنابراین تشخیص زود رس برای مداخله کافی و کنترل آسیب ضروری می باشد ( 3 ) .
بررسی و اندازه گیری فشار داخل شکمی همانند سایر بررسی های پارامترهای همودینامیک از وظایف پرستار بخش مراقبت ویژه است. کسب مهارت های پرستاری به منظور تشخیص بیماران در معرض خطر IAH اساسی و ضروری می باشد تا با مداخلات غیر جراحی زود هنگام به کاهش IAP و جلوگیری از بروز ACS کمک نماید. تحقیقات نشان داده است که در 60-40 درصد موارد معاینات بالینی در تشخیص IAHدر مقایسه با اندازه گیری فشار داخل شکمی موفق نبوده است(10،11) . اندازه گیری سریال IAP برای تشخیص و درمان IAH/ACS ضروری است زیرا حساسیت معاینه بالینی تنها 60درصد می باشد (13،12).
به دلیل اهمیت IAH ، پرستاران باید به طور ویژه ای از فرایند اندازه گیری فشار داخل شکمی و جنبه های مختلف آن آگاه باشند . از طرفی اگر به این امر توجه نشود منجر به بروز اشتباه در سایر اندازه گیری همودینامیک خواهد شد ( 16،14،15).
از این رو طبق توصیه انجمن جهانی سندرم کمپارتمان شکمی ، اندازه گیری روتین در بیماران دارای دو یا چند عامل خطر مثل اتصال به تهویه مکانیکی ، ترانسفوزیون خون بیش از 10 واحد در 24 ساعت ، دریافت مایعات بیش از 5 لیتر در 24 ساعت ، پنومونی ، سپسیس و ... باید هر 6-4 ساعت تا زمان حذف عامل خطر انجام شود(17) .
معمولاً وضعیت استاندارد مورد استفاده برای اندازه گیری فشار داخل شکمی صفر درجه می باشد.اما برای بیماران بستری در بخش مراقبت ویژه این وضعیت می تواند عواقب جبران ناپذیری از جمله پنومونی ، دیسترس تنفسی و ... داشته باشد بخصوص وقتی که این اندازه گیری بصورت مداوم صورت گیرد. لذا چالشی که اغلب پرستاران بخش مراقبت ویژه با آن روبرو هستند این مسئله است که هنگام مانیتورینگ همودینامیک بیمار از جمله IAP نیاز است که بیمار حتماً در وضعیت طاقباز قرار گیرد؟(14)
پیشبرد راحتی و آسایش بیمار از طریق مداخلات پرستاری یک جزء جدایی ناپذیر از مراقبت پرستاری در بخش های ویژه است و از وظایف پرستاران می باشد. یکی از جنبههای راحتی وآسایش بیمار برقراری وضعیت مناسب و راحت برای بیمار می باشد (18 ) .
شواهدی در مقالات درباره تاثیر وضعیت بدن برروی اندازه گیری فشار داخل شکم وجود دارد ، اما تاثیر درجه ای که معمولاَ برای وضعیت های مختلف زاویه سرتخت در بیماران بخش های مراقبت ویژه استفاده می شود برروی فشار داخل شکم روشن نیست(19). اندازه گیری فشار داخل شکم در وضعیت صفر درجه که وضعیت مطلوب در بیماران بخش مراقبت ویژه نمی باشند ، باعث می شود که فشار داخل شکم کمتر از میزانی که اغلب اوقات بیماران با آن روبرو هستند ،اندازه گیری گردد( 1،13،15 ).
از سوی دیگر عدم تحمل این وضعیت دربیماران با شرایط خاص منجر به افزایش کاذب IAP خواهد شد (12،11). تحقیقات در زمینه این بیماران، که تحمل چنین وضعیتی را ندارند همانند بیماران مبتلا به نارسایی قلبی ، سندرم دیسترس تنفسی ، سپسیس یا جراحی به اندازه کافی در دسترسی نمی باشد(13). علاوه بر آن قرار گرفتن بیمار در وضعیت خوابیده به پشت بدون بالا آوردن سرتخت حتی برای مدت کوتاه با هدف اندازه گیری فشار داخل شکمی خطر پنومونی آسپراسیون را افزایش میدهد. این وضعیت برخلاف خط مشیهای توصیه شده مرکز کنترل بیماریها برای پیشگیری از این عارضه می باشد در اصول توصیه شده در بیماران بخش های مراقبت ویژه تاکید میشود تادر صورت عدم ممنوعیت درهمهزمان ها حداقل30 درجه افزایش سرتخت وجود داشته باشد . علت این امر شواهدی از کاهش پنومونی وابسته به ونتیلاتور است واینکه این وضعیت میزان بروز زخم های فشاری را کاهش می دهد (14). بنابراین درک تاثیر وضعیت بدن بر اندازه گیری فشار داخل شکمی مهم است بطوریکه اندازه های فشار داخل شکمی می تواند به شکل مناسبی تفسیر گردد (20) .
برخی از مطالعات نشان داده اند که با افزایش سر تخت بیش از 20 درجه فشار داخل شکمی به شکل معنی داری افزایش پیدا خواهد کرد (12) و نیز در مواردیکه بیمار در معرض خطر کمپارتمان شکمی قرار دارد و فشار داخل شکمی بیش از 20 میلی مترجیوه می باشد ، فشار داخل شکمی می تواند در وضعیت نیمه نشسته اندازه گیری گردد(1). همچنین تحقیقات نشان داده اند که ارتباط فشار داخل شکمی و زاویه سر تخت در مردان و بیماران با شاخص توده بدنی بالاتر معنی دار تر بوده است(19،20) .
ثبات وضعیت بیمار از یک اندازه گیری تا اندازه گیری بعدی در روش اندازه گیری متناوب فشار داخل شکمی در صحت آن برای تصمیم گیری بالینی اهمیت دارد . تغییر وضعیت های مختلف در فواصل اندازه گیری فشار داخل شکمی بر صحت میزان اندازه گیری شده تاثیر گذار است و می تواند در تصمیم گیری بالینی اختلال ایجاد نماید ( 2 ) .
مطالعات بیشتر در این زمینه این امکان را خواهد داد تا در تکنیک اندازه گیری فشار داخل شکمی در زوایای مختلف سرتخت بدون آنکه بیمار در وضعیت صاف (صفر درجه) و عوارض بالقوه آن قرار داده شود ، تصحیحی صورت گیرد و همچنین از آنجائیکه ACS برمبنای اندازه گیری فشار داخل شکمی در وضعیت صاف تعریف می شود ، برای اینکه وضعیتی غیر از صفر درجه برای اندازه گیری فشار داخل شکمی استفاده شود نیاز به مطالعات بیشتری است (11). انجمن جهانی سندرم کمپارتمان شکمی یکی از توصیه ها و پیشنهادات برای پژوهش و تحقیق درباره روش اندازه گیری فشار داخل شکمی و تاثیر وضعیت بدن بر روی اندازه گیری IAP بیان کرده است (17) .
ازآنجائیکه عوارض ناشی از وضعیت صفر درجه در برخی موارد مانع از انجام اندازه گیری IAP می شود ، لذا پژوهشهای متعددی در مورد درجه زاویه سرتخت که کمترین تفاوت را با اندازه گیری فشار داخل شکمی در وضعیت صفر درجه دارد لازم به نظر می رسد . برخی از محققین بیان می کنند که تعیین معیار های اصلاح شده فشار داخل شکمی اجازه می دهد که بتوان فشار داخل شکمی را در وضعیت های نیمه نشسته تفسیر کرد(20) . آنچه در مراقبت از بیماران مهم بوده این است که سعی شود مراقبت ها به گونهای انجام گردد که حداقل عوارض احتمالی را برای بیماران به دنبال داشته باشد و نیز در عین حال با حفظ راحتی و آسایش بیمار مانیتورینگ بیمار دقیقاً منعکس کننده وضعیت واقعی او باشد (2) .
با توجه به اینکه اندازه گیری فشار داخل شکمی به صورت استاندارد و معمول در وضعیت صفر درجه انجام می شود و از طرفی اندازه گیری فشار داخل شکمی دربیماران بخش مراقبت ویژه با داشتن عوامل خطر متعدد و اثرات آن بر روی وضعیت بیمار امری لازم الاجراء به شمار می رود و نیز عدم تحمل قرار گیری بیماران دراین وضعیت مانعی درجهت این امر به شمار می رود ، پژوهشگر به دنبال درجهای از زاویه سر تخت است که کمترین تغییر را در وضعیت بیمار و میزان فشار داخل شکمی ایجاد مینماید. این درجه با توجه به مطالب ذکر شده متفاوت است. با توجه بهاینکه همانند سایر شاخصهای همودینامیک اندازهگیری فشار داخل شکمیاز وظایف و مسئولیتهای پرستار بخش مراقبت ویژه محسوب می شود (2) و تاکنون نیزدر کشور ایران تحقیقی در این زمینه انجام نشده است لذا پژوهشگر برآن شد تا به بررسی تغییرات فشار داخل شکمی در وضعیت های مختلف پرداخته و به وضعیت مناسب برای اندازه گیری فشار داخل شکمی دست یابد تا شاید این یافته ها بتواند در ارتقاء کیفیت مراقبت بیماران در بخش های مراقبت ویژه ممورد استفاده قرار گیرد.
اهداف پژوهش:
هدف کلی پژوهش:
مقایسه تغییرات فشار داخل شکمی در وضعیت صفر ،15 و 30 درجه سر تخت در بیماران بستری در بخش های مراقبت ویژه مراکز آموزشی درمانی شهر رشت در سال 91-1390.
اهداف ویژهی پژوهش :
تعیین میانگین فشار داخل شکمی بیماران بستری در بخش های مراقبت ویژه در وضعیت صفر درجه سر تخت
تعیین میانگین فشار داخل شکمی بیماران بستری در بخش های مراقبت ویژه در وضعیت 15 درجه سر تخت
تعیین میانگین فشار داخل شکمی بیماران بستری در بخش های مراقبت ویژه در وضعیت 30 درجه سر تخت
مقایسه میانگین فشار داخل شکمی در وضعیت های صفر ، 15 و 30 درجه سر تخت با برحسب عوامل فردی ومداخله گر
تعیین محدوده توافق L.A ومیزان خطا بین گروه 15 و صفر
تعیین محدوده توافق و میزان خطا بین گروه 30 و صفر
فرضیه پژوهش :
1.میانگین فشار داخل شکمی در وضعیت های صفر و 15 درجه تفاوتی ندارد.
2.میانگین فشار داخل شکمی در وضعیت های صفر و 30 درجه تفاوتی ندارد.
سؤالات پژوهش :
میانگین فشار داخل شکمی در وضعیت صفر درجه سر تخت چقدر است؟
میانگین فشار داخل شکمی در وضعیت 15 درجه سر تخت چقدر است؟
میانگین فشار داخل شکمی در وضیت 30 درجه سر تخت چقدر است؟
میانگین فشار داخل شکمی در وضعیت های صفر ، 15 و30 درجه سر تخت بر حسب متغیرهای فردی و مداخله گر چقدر است؟
محدوده توافق و میزان خطا بین گروه صفر و15 درجه چقدر است؟
محدوده توافق و میزان خطا بین گروه صفر و 30 درجه چقدر است؟
تعاریف علمی واژه ها :
فشار داخل شکمی :
فشار داخل شکمی ، فشار نهفته ثابت در درون حفره شکم می باشد که میزان آن در افراد طبیعی 5-0 میلی متر جیوه و در بیماران بستری در بخش های مراقبت ویژه 7-5 میلی متر جیوه می باشد (20، 2 ) .
اندازه گیری فشار داخل شکمی :
فشار داخل شکمی هم به شکل مستقیم وهم به شکل غیر مستقیم قابل اندازه گیری می باشد . به شکل معمول فشار داخل شکمی به روش غیر مستقیم از طریق کاتتر فولی اندازه گیری می شود . به عبارتی فشار داخل مثانه منعکس کننده فشار داخل شکمی می باشد. به شکل استاندارد بعد از قرار دادن بیمار در وضعیت سوپاین ، با اتصال کاتتر فولی به یک مانومتر آب یا ترانسدیوسر فشار بعد از کلامپ کردن ابتدای کیسه ادراری متصل به کاتتر فولی به آهستگی حدود 25 میلی لیتر محلول نرمال سالین استریل هم دمای بدن وارد مثانه خواهد شد و بعد از 60-30 ثانیه فشار از روی مانومتر آب و یا مانیتور ترانسدیوسر در انتهای بازدم خوانده خواهد شد (2) .
تعاریف عملی واژه ها :
زاویه سر تخت:
زاویه سر تخت بیمار بوسیله ابزار اندازه گیری ارائه شده توسط سایت انجمن جهانی سندرم کمپارتمان شکمی در زوایای صفر ، 15و 30 درجه از سطح افق قرار داده می شود.
تغییرات فشار داخل شکمی:
اندازه گیری آن بر اساس تعریف علمی و با استفاده از مانومتر آب هر 8 ساعت برای هر واحد پژوهشی در زوایای صفر ، 15 و 30 درجه انجام گردید و سپس برای تعیین تغییرات فشار داخل شکمی ، پس از اندازه گیری IAP در سه زاویه ، میانگین اندازه گیری در 24 ساعت در صفر ، 15 و30 محاسبه و سپس بر اساس آزمونهای آماری میانگینIAP در زوایای 15 و30 با میانگین اندازه گیری در زاویه صفر درجه که وضعیت استاندارد می باشد ، مقایسه گردید.
محدوده توافق و میزان خطا در تغییرات فشار داخل شکمی
محدوده توافق بر اساس انجمن جهانی سندرم کمپارتمان شکم بین 4- تا 4+ و میزان خطا 1 میلی متر جیوه تعیین شده است . در این پژوهش نیز محدوده توافق و میزان خطا بین زاویه صفر و 15 و بین صفر و30 بر همین اساس مورد سنجش قرار گرفت و در صورتیکه در این محدوده قرار بگیرد تغییر ایجاد شده پذیرفته می شد.
پیش فرض های پژوهش
شیوع هیپرتانسیون داخل شکمی در بیماران بستری در بخش های مراقبت ویژه 18 تا 8/58 در صد می باشد.(8 ، 2)
معاینات بالینی تنها در60 در صد موارد قابلیت تشخیص هیپرتانسیون داخل شکمی را دارد.(2)
فشار بالاتر از 20 میلی متر جیوه می تواند منجر به ACS واختلال عمل ارگان های شکمی شود.(2)
اندازه گیری فشار داخل شکمی در تشخیص زود رس هیپرتانسیون شکمی مؤثر است.(2)
اندازه گیری فشار داخل شکمی در بیماران بخش مراقبت ویژه از اهمیت برخوردار می باشد ( 8 ، 2 )
جهت اندازه گیری فشار داخل شکمی نیاز به قرار دادن بیمار در وضعیت سوپاین می باشد.(17)
تحمل وضعیت سوپاین توسط برخی از بیماران خاص منجر با افزایش کاذب فشار داخل شکمی خواهد شد.(11،12)
قرار گرفتن بیمار در وضعیت سوپاین ممکن است منجر به بروز خطراتی مانند آسپیراسیون تنفسی ، دیسترس تنفسی و اختلالات همودینامیک و ... گردد.(21،2)
وضعیت توصیه شده برای بیماران بخش مراقبت ویژه جهت پیشگیری از پنومونی وابسته به ونتیلاتور ، زخم فشاری و... افزایش 30 درجهای زاویه سر تخت می باشد.(21،2)
حفظ راحتی وآسایش بیمار از وظایف پرستار مراقبت ویژه می باشد.(2)
یکی از وظایف پرستار اندازه گیری فشار داخل شکمی می باشد.(2)
تغییرات فشار داخل شکمی در وضعیت های مختلف قابل اندازه گیری است.
محدودیت های پژوهش :
با توجه به عدم امکان اندازه گیری دقیق وزن بیماران جهت محاسبه BMI از وزن تقریبی ثبت شده در پرونده پزشکی بیماران استفاده شد.
عدم وجود ست مخصوص اندازه گیری فشار داخل شکمی

چهارچوب پژوهش :
چهارچوب این پژوهش پنداشتی بوده و بر اساس مفهوم فشار داخل شکمی می باشد. براین اساس ، تعریف فشار داخل شکمی ، عوامل مؤثر بر آن ،هیپرتانسیون داخل شکمی و شیوع آن در ICU ، عوارض ناشی از افزایش آن ، اهمیت اندازهگیری و روشهای آن ، وضعیت بیمار حین اندازه گیری ، پیشگیری ودرمان هیپرتانسیون داخل شکمی مورد بحث قرار می گیرد.
شکم به صورت یک حفره بسته با دیواره های سخت ( دنده ها ، ستون فقرات و لگن ) و انعطاف پذیر ( دیواره شکم و دیافراگم ) است. الاستیسیته این دیواره ها و ماهیت محتویات شکم تعیین کننده فشار درون آن میباشد. بنابراین فشار داخل شکمی به صورت یک فشار ثابت و نهفته درون حفره شکم تعریف می گردد.IAP در هنگام دم (با انقباض دیافراگم ) افزایش و در هنگام بازدم (با شل شدن دیافراگم ) کاهش می یابد. همچنین IAP به صورت مستقیم تحت تاثیر حجم ارگان های جامد و یا احشایی توخالی( که ممکن است خالی یا پر شده بوسیله هوا ، مایع و یا مواد دفعی باشد.) ، آسیت ، خون یا شرایطی مثل بارداری یا وجود تومور نیز می باشد. همچنین وجود شرایطی که باز شدن دیواره شکم را محدود می کند جوشگاه های سوختگی یا ادم نیز بر روی IAP موثر است(2،21).
از آنجاییکه میزان IAP بحرانی که باعث نارسایی ارگانی شود از یک بیمار به بیمار دیگر متفاوت است و تحت تاثیر تفاوت های فیزیولوژیکی هر فرد و بیماری های همراه می باشد. تلاش های زیادی برای به دست آوردن معیارپیش گویی کننده تاثیر IAP بر روی پیش آگهی بیماران انجام شده است که در نهایت مفهوم فشار خونرسانی شکمی (APP) معرفی شد. APP نه تنها نشان دهنده IAP می باشد بلکه نشان دهنده پارامتر فیزیولوژیکی متوسط فشار شریانی که نماینده خونرسانی شکمی و ارگانی است نیز می باشد. مطالعات نشان داده است که APP بر روی IAP، PH ، کمبود باز و لاکتات شریانی در پیش گویی پیش آگهی بیمار ارجحیت دارد ( 23).
فشار خونرسانی شکمی با کم کردن IAP از متوسط فشار شریانی ( ( APP=MAP_IAP محاسبه می گردد که می تواند عامل پیشگویی کننده خونرسانی شکمی و بصورت بالقوه تعیین کننده پایان احیای مایعات باشد. میزان APP هدف حداقل 60 میلی متر جیوه است (10) .
میزان طبیعی IAP بین 5-0 میلی متر جیوه است اما شرایط خاص فیزیولوژیکی مانند چاقی مرضی یا بارداری موجب افزایش مزمن IAP بین 15-10 میلی متر جیوه می شود که فرد بدون بروز علائم پاتولوژیک با آن سازگاری پیدا می کند. در کودکان میزان IAP پایین تر می باشد. در بیماران بالغ بدحال IAP اغلب از میزان طبیعی بالاتر و بین 7-5 میلیمتر جیوه می رسد. جراحی اخیر شکم ،نارسایی ارگانی ، نیاز به تهویه مکانیکی و تغییرات در وضعیت بدن با افزایش IAP در ارتباط است. در بعضی از موارد افزایش IAP به شکل گذرا است (چند ثانیه تا چند دقیقه) اما اغلب بیشتر از این طول می کشد( چند ساعت تا چند روز ) که به طور بالقوه منجر به اختلال عملکرد و یا نارسایی ارگانی می شود (21، 19،2).
طبق تعریف ارائه شده توسط انجمن جهانی سندرم کمپارتمان شکمی، به افزایش مکرر و پاتولوژیکی 12 IAP ≥ میلی متر جیوه IAH اطلاق می گردد. شدت درجات IAH تعیین کننده درمان اورژانسی جهت کاهش فشار داخل شکمی (درمان های جراحی یا غیر جراحی ) می باشد. بر این اساس IAH به چهار درجه تقسیم بندی می گردد ؛ درجه I 15-12 میلی مترجیوه ، درجه II 20-16 میلی مترجیوه ، درجه III 25-21 میلی مترجیوه و درجه IV 25 IAP> میلی مترجیوه (20،17،2). بر اساس طول مدت نشانه ها به چهار گروه خیلی حاد ، حاد ، تحت حاد و مزمن تقسیم می گردد. در نوع خیلی حاد ، IAH در عرض چند ثانیه تا دقیقه به دنبال سرفه ، عطسه و یا هرگونه فعالیت فیزیکی و ... افزایش می یابد. افزایش IAH نوع حاد در عرض چند ساعته و بطور اولیه در بیماران که تحت عمل جراحی قرار گرفتند و یا در نتیجه آسیب یا خونریزی داخل شکمی ، اتفاق می افتد و ممکن است به سرعت منجر به سندرم کمپارتمان شکمی شود. IAH تحت حاد در طی چند روز بروز می کند و در بیماران داخلی شایعتر است. نوع مزمن در طی چند ماه ( مثل بارداری ) یا چند سال ( چاقی مرضی ، تومورهای داخل شکمی ، دیالیز صفاقی ، آسیب مزمن یا سیروز ) رخ می دهد و ممکن است بیماران را در معرض خطر نوع حاد و تحت حاد IAH قرار دهد (2).
افزایش فشار داخل شکمی به 20 میلی مترجیوه و بیشتر به همراه بروز یک نارسایی ارگانی نشانگر کمپارتمان شکمی است.( شکل2-1) ACS منجر به کاهش خطرناک جریان خون دیواره شکم و ارگان ها می گردد که منجر به ایسکمی و نکروز بافت های اطراف و سیستم عروقی می شود.ایسکمی به شکل اولیه منجر به پاسخ التهابی حاد شامل آزاد شدن سیتوکین ، تشکیل رادیکال آزاد ، کاهش تولید آدنوزین تری فسفات می شود.
این واسطه های شیمیایی باعث افزایش نفوذپذیری و ادم سلولی می گردد. کاهش ATP منجر به اختلالات الکترولیتی و خارج شدن محتویات داخل سلولی به فضای خارج سلولی می شود. از طرفی پاسخ های التهابی حاد منجر به انتقال باکتری از دستگاه گوارش به داخل خون بیماران مستعد می شود که بیماران را به سمت سپسیس و نارسایی چند ارگانی سوق خواهد داد (7،2).

شکل 2-1 سیر بروز سندرم کمپارتمان شکمی (17)
از این رو تشخیص بیماران درمعرض خطر از نظر بالینی بسیار مهم است تا با مداخله به موقع از بروز ACS جلوگیری شود و بیمار پیش آگهی بهتری داشته باشد. پرستار باید قادر باشد علائم و نشانه های ACS را در بیماران پرخطر شناسایی کند.برای این منظور آشنایی با اندازه گیری فشار داخل شکمی و فشار خونرسانی شکمی ضرورت دارد و اندازه گیری IAP باید قویاً در بیماران پرخطر انجام گردد (2) .
اخیرا اهمیت IAP در بیماران بدحال به شکل فزاینده ای مورد توجه قرار گرفته است چندین مطالعه اخیر نشان داده است که بالا رفتن میانگین IAP با بدتر شدن پیش آگهی بیماران در بخش های مراقبت ویژه در ارتباط است . پیشرفت IAH در طول دوره بستری در ICU یک عامل خطر مستقل برای مرگ و میر می باشد . شیوع IAH در بیماران بخش های مراقبت ویژه تا 50درصد نیز گزارش شده است . تاثیر IAP در بیماران بستری در در بخش های مختلف مراقبت ویژه داخلی و جراحی احتمالا متفاوت است (8) .اطلاعات بدست آمده شیوع و بروز IAH/ACS را در بیماران بخش های مختلف مراقبت ویژه تأیید می کند. در پایین میزان شیوع IAH در جمعیت های مختلف بیماران آمده است ؛
سپسیس شدید 87 -41% ( 23،24،22،7)
سوختگی وسیع 100-22% ( 25،26 )
جراحی وسیع شکم 45-32% (8)
ترومای بزرگ 5-2 % (7،10)
پانکراتیت 40-31% ( 27،28 )
بیماری احتقانی قلب و بعد از بای پس عروق کرونر 60-40% (29)
بیماران ICU داخلی 64-33% (30)
ICU کودکان 18-1% ( 31 )
مطالعات نشان داده است که اندازه گیری IAP به هیچ گروه خاصی از بیماران ، بیماری یا درمان محدود نمی شود بلکه باید به شکل روتین در همه گروههای در معرض خطر اندازه گیری انجام شود. طبق توصیه انجمن جهانی سندرم کمپارتمان شکمی در بیمارانیکه 2 یا بیشتر از 2 عامل از عوامل خطر IAH/ACS در بدو ورود به ICU داشته باشند و یا دچار یک نارسایی ارگانی جدید یا پیشرفت نارسایی ارگانی شوند IAP باید اندازه گیری گردد (33).
بیماران بستری در بخش های مراقبت ویژه دارای عوامل خطر IAH/ACS متعدد می باشند که به طور کلی این عوامل را می توان به چهار گروه اصلی تقسیم کرد:
عوامل کاهنده کمپلیانس دیواره شکم که شامل نارسایی حاد تنفسی ، جراحی شکم همراه با بستن اولیه فاشیا ، آسیب یا سوختگی وسیع ، در وضعیت دمر ، بالا بردن سر تخت بیش از 30 درجه ، BMI بالا و چاقی مرکزی
افزایش محتویات داخل لومن که شامل فلج گوارشی ،ایلئوس و انسداد کاذب کولون
افزایش محتویات شکم مانند: هموپریتوئن ، پنوموپریتوئن ، آسیت ، اختلال عملکرد کبدی
نشت مویرگی و احیای مایعات که شامل اسیدوز2/7 > PH ، هیپوتانسیون ، هیپوترمی (دمای مرکزی کمتر از 33 درجه ساتنی گراد)، کواگولوپاتی ( پلاکت کمتر ازmm3 /55000 یا PTT کمتر از 50 در صد ویا 5/1< INR ) دریافت مایعات کلوییدی یا کریستالوییدی بیش از 5 لیتر در 24 ساعت ویا اولیگوری و سپسیس (17)
بالا رفتن فشار داخل شکمی تقریباً بر همه ارگان های بدن اثرسوء دارد.IAH همراه با افزایش فشار داخل قفسه سینه منجر به کاهش برون ده قلبی علی رغم کسر تخلیه ای و حجم طبیعی می گردد. علاوه براین IAH باعث بالا رفتن فشار ورید مرکزی و فشار وج مویرگ های ریوی (PCWP) با وجود کاهش حجم مایعات بدن می شود، به طوریکه بیان شده است برای محاسبه میزان دقیق CVP و PCWPبه اندازه نیمی از IAPاندازه گیری شده باید از این فشارها کاسته شود. بنابراین بدنبال چنین تغییراتی ناشی از افزایش فشار داخل شکمی ارزیابی احیای مایعات با استفاده از PCWP وCVP می تواند گمراه کننده باشد. عدم تشخیص این مشخصه مهم بر روی عملکرد قلبی می تواند منجر به احیای ناکافی، ایسکمی مقاوم و بدتر شدن پیشآگهی گردد( 8،9،2). افزایش IAP باعث افزایش فشار پرده جنب و داخل قفسه سینه و به دنبال آن ادم ، آتلکتازی ، کاهش ظرفیت باقی مانده عملکردی ، کمپلیانس ریه و حجم باقیمانده می گردد. به صورتیکه علائم یک بیماری محدود کننده ریوی را بروز می دهد. اثرات IAP بر روی سیستم تنفسی بیشتر به صورت مکانیکی می باشد. کلاپس آلوئولی ناشی از کوچک شدن فضای داخل قفسه سینه و بالارفتن فشار داخل قفسه سینه ، باعث عدم تطابق تهویه و پرفیوژن ، هیپوکسی و اسیدوز تنفسی می شود. بنابراین فرد مراقبت کننده باید بیمار را از نظر هیپرتانسیون ریوی و انقباض عروقی ناشی از هیپوکسی تحت نظر قرار دهد.
در بیمارانیکه تحت تهویه مکانیکی هستند فشار مثبت انتهای بازدمی خودبخودی ، فشار حداکثر راه هوایی ، فشار پلاتو و متوسط فشار راه هوایی اغلب در نتیجه آسیب آلوئولی ناشی از فشار بالا می رود. علاوه بر این کمپلیانس استاتیک و دینامیک به طور واضحی کاهش پیدا می کند . افزایش ایسکمی ناشی از هیپوکسی منجر به آزاد شدن واسطههای التهابی شده و سندرم نارسایی تنفسی که در بیماران ICU شایع است بروز می کند. نارسایی تنفسی در نتیجه ترکیبی از عواملی مثل ؛ کلاپس آلوئولی ، افزایش فشار قفسه سینه و ادم بینابینی است.
اثر افزایش فشار داخل شکمی بر روی سیستم کلیوی از طریق افزایش جریان خون کلیوی ، فیلتراسیون کلیوی می باشد. در IAP15 و بالاتر علائم اولیگوریک و در بیشتر از 30 میلیمتر جیوه آنوری رخ می دهد. علت اختلال عملکرد کلیوی ناشی از چندین عامل همانند ؛ کاهش برون ده ادراری ، افزایش مقاومت عروق کلیوی و کاهش فیلتراسیون گلومرولی می باشد .کاهش برون ده ادراری ناشی از IAH منجر به افزایش مقاومت عروق سیستمیک وانقباض شریان های کلیوی میشود. این شرایط تحت تاثیر فاکتورهای هورمونی مثل آنتی دیورتیک و افزایش فعالیت رنین ، آلدوسترون پلاسما بدتر خواهد شد. افزایشIAP منجر به کاهش جریان خون احشایی به دنبال انقباض عروق مزانتر و ترشح وازوپرسین می گردد. وقتی IAP به 10 میلی متر جیوه و بیشتر برسد جریان خون ورید پورت کاهش پیدا می کند . کاهش جریان خون پورت منجر به ایسکمی کبد و بروز اختلالات انعقادی می گردد.
IAP بالا باعث ایسکمی بافتی در همه ارگانهای داخل شکمی به جزء غده آدرنال می شود. سیکل معیوب افزایش احتقان وریدی و کاهش جریان خون شریانی باعث ایسکمی و نشت مویرگی و آسیب سلولی می گردد. سپسیس و نارسایی چند ارگانی باعث می شود که سیستم گوارش دچار هیپوکسی بیشتر و دوره های ایسکمی و چرخه پاسخ های التهابی می شود.
IAH یک عامل خطر مستقل برای آسیب ثانویه مغزی می باشد که بر روی فشار داخل جمجمه اثر می کند. افزایش IAP باعث بالا رفتن دیافراگم و به دنبال آن کاهش حجم داخل قفسه سینه و افزایش فشار داخل توراسیک می گردد. بالا رفتن این فشار منجر به افزایش فشار ورید مرکزی و به تبع آن افزایش فشار در ورید ژگولار داخلی می شود. این افزایش فشار ، جریان خون وریدی را مختل و منجر به احتقان داخل جمجمه ای و کاهش فشار خونرسانی مغزی و ایسکمی مغزی می شود(2).
ارتباط IAP و (ICP) در پژوهشی که توسط دیرن وهمکارانش بر روی 11 بیمار تحت تهویه مکانیکی با آسیب غیر ترومایی مغز در سال 2005 انجام شد به اثبات رسیده است . حتی افزایش ناچیز IAP نیز منجر به افزایش ICP می گردد.(66/3 ±13/8) همچنین در این پژوهش بیان شده است IAP می تواند عامل هیپرتانسیون داخل جمجمهای ایدیوپاتیک در افراد مبتلاء به چاقی مرضی باشد و یا علت بدتر شدن وضعیت نورولوژیک در بیماران مبتلاء به آسیب چندگانه بدون آسیب آشکار عصبی باشد (33).
با توجه به اثر IAH بر روی سیستم های مختلف و عوارض ناشی از افزایش آن، تشخیص زودهنگام جهت پیشگیری وبرطرف نمودن علت زمینهای ضروری است. درصورت شناسایی به موقع IAH با مداخلات غیرجراحی قابل کنترل می باشد. برای رسیدن به این هدف باید IAH قبل از بروز علائم سندرم کمپارتمان شکمی تشخیص داده شود. شواهد جدیدتر بیان می کند که اندازه گیری IAP هریک تا دو ساعت تا ثابت ماندن IAP برای جلوگیری از افزایش سریع IAP لازم می باشد (2) .
بررسی و اندازه گیری فشار داخل شکمی همانند سایر بررسی های همودینامیک از وظایف پرستار بخش مراقبت ویژه است. تحقیقات نشان داده است که تنها در 60درصد موارد معاینات بالینی در تشخیص IAH در مقایسه با اندازه گیری فشار داخل شکمی موفق بوده است. اندازه گیری سریال IAP برای تشخیص و درمان ACS/IAH ضروری است. زیرا حساسیت معاینه بالینی تنها 60-40درصد می باشد(10،11،12). از این رو طبق توصیه انجمن جهانی سندرم کمپارتمان شکمی، اندازه گیری روتین در بیماران دارای دو یا چند عامل خطر IAH باید هر 6-4 ساعت تا زمان حذف عامل خطر انجام شود(17).
IAP به دو روش مستقیم و غیر مستقیم اندازه گیری می شود. در روش مستقیم با استفاده از یک کاتتر داخل پریتوئن که به مانومتر آب یا ترانسدیوسرفشار متصل می شود مستقیماً فشار داخل شکمی اندازه گیری می گردد. این روش به شکل اولیه در طی جراحی لاپاراتومی استفاده می گردد(34).(شکل 2-2) اما این روش برای استفاده در محیط های ICU به دلیل عوارض بالقوه آلودگی پریتوئن یا پارگی روده قابل استفاده و عملی نیست.

شکل 2-2: اندازه گیری IAP به روش مستقیم( 34)
IAP به طور غیر مستقیم بوسیله اندازه گیری فشار ارگان های خاص درون شکم نیز قابل محاسبه است. قرار دادن یک کاتتر از طریق ورید فمورال به داخل ورید اجوف تحتانی یک روش اندازه گیری غیر مستقیم IAP است. اما این روش نیز دلیل عوارضی مثل عفونت و تشکیل ترومبوز محدود می باشد. روش دوم اندازه گیری غیر مستقیم شامل اندازه گیری فشار معده از طریق لوله های گاستروستومی یا بینی _معدی است.(شکل 2-3)در نهایت روش اخیر و استاندارد، پایش IAP از طریق سوند فولی و اندازه گیری فشار داخل مثانه می باشد.(شکل 2-4) دیواره مثانه وقتی حاوی حجمی به اندازه 50 تا 100 میلی لیتر مایع می باشد به عنوان یک دیواره غیر فعال عمل می کند و از قانون پاسکال تبعیت می کند و فشار را به مانومتر آب و یا ترانسدیوسر منتقل می کند( 34، 2) .

شکل 2-3: اندازه گیری IAP از طریق معده(34)

شکل 2-4 اندازه گیری فشار داخل شکمی از طریق کاتتر فولی( روش korn) (34)
مطالعات اخیر بیان کرده است که حجم 50-25 میلی لیتر کمترین میزان خطا را از نظربالینی برای اندازه گیری IAP دارد. در اندازه گیری IAP به این روش باید متغیر هایی که برروی حرکت دیواره مثانه مؤثر باشد مثل مثانه نوروژنیک تشخیص داده شود چرا که این اثر منجر به اندازه گیری کاذب IAP خواهد شد. در صورت بروز این موارد از دیگر روش های غیر مستقیم می توان استفاده کرد.استفاده از سوند مثانه سه راهه برای این روش مناسب تر است.با این حال از سوند فولی دوراهه نیز می توان برای اندازه گیری استفاده کرد. در صورت استفاده از سوند سه راهه می توان با استفاده از پورت شستشوی مثانه بدون نیاز به دسترسی مکرر به سیستم بسته بوسیله یک سر سوزن اندازه گیری را انجام داد. در صورت استفاده از سوند دو راهه بوسیله یک سوزن شماره 18 می توان ارتباط داخل مثانه را به سیستم اندازه گیری فشار برقرار کرد. این روش یک روش غیر تهاجمی ، مناسب، ساده ودقیق است که در همه محیط های ICUقابل استفاده می باشد. روش اخیر اولین بار در سال 1984 توسط کرن معرفی شد وبوسیله چتام تعدیل گردید . شرکت های مختلفی در پی تولید دستگاهای ساده ای برای اندازه گیری IAP بوده اند. یکی از نمونه هایی که امروزه بیشتر استفاده می گردد کیت ابوایزر می باشد که خطر بالقوه انتقال عفونت را به سیستم ادراری با بسته نگه داشتن سیستم اندازه گیری کاهش می دهد. (شکل 2-5) هرچند تحقیقات انجام شده در این زمینه که توسط چتام انجام شده است میزان بروز خطر انتقال عفونت را ناچیز گزارش کرده اند (2).

شکل شماره 2- 5 : کیت Ab viser (17)
از روش های اندازه گیری دیگر استفاده از کاتتر ادراری بیمار به عنوان یک مانومتر اندازه گیری فشار می باشد که اولین بار توسط هارا هیل (روش لوله U) ارائه گردید (35 ). (شکل 2- 6 ) در این روش نیاز به ترانسدیوسر فشار یا مانیتورینگ نمی باشد بنابراین برای استفاده در محیط های غیر از ICU مناسب است. امروزه چندین شرکت تجاری در پی ساخت تجهیزاتی هستند که به صورت غیر تهاجمی و با کمترین صرف وقت کادر پرستاری قادر به اندازه گیری IAP باشد. مبنای اندازه گیری همه این وسایل از طریق فشار مثانه به عنوان عنوان فشار داخل شکمی است(2).

شکل 2-6 اندازه گیری فشار داخل شکمی به روش لوله U(35)
طبق استاندارد طلایی ارائه شده توسط انجمن جهانی سندرم کمپارتمان شکمی و سایت هیپرتانسیون داخل شکمی اندازه گیری IAP به هر کدام از روش های ذکر شده باید در وضعیت صفر درجه انجام گردد. اما به دلیل اثرات نامطلوب این وضعیت بر روی سیستم تنفسی و قلبی_عروقی در بیماران بستری در بخش های مراقبت ویژه به ندرت این بیماران قادر به تحمل این وضعیت می باشند. بنابراین پژوهشگران مطالعات زیادی در این زمینه انجام داده اند تا به وضعیت مناسبی که با حفظ راحتی و آسایش بیماران منجر به اندازه گیری دقیق تر IAP دست پیدا کنند (12،11،1).
مدیریت مناسب بیماران در معرض خطر IAH و بررسی دقیق وضعیت قلبی_ عروقی همراه با در نظر گرفتن خطاهایی است که IAP می تواند بر روی وضعیت همودینامیک داشته باشد، ضروری است(8).
تنظیم مناسب ونتیلاتور با توجه به اثرات افزایش IAP بر روی کمپلیانس دیواره قفسه سینه بسیار مهم است . مدیریت دقیق مایعات و وازوپرسورها نیز بسیار کلیدی و مهم است چرا که مایع کم ممکن است منجر به ایسکمی روده ای و تولید سایتوکین ها گردد. این جریان وقتی سندرم نفوذپذیری مویرگی رخ میدهد خیلی بدتر خواهد شد(2). جهت کمک به درمان این گونه پیچیدگیها انجمن جهانی سندرم کمپارتمان شکمی توصیه به استفاده از الگوریتم بررسی و درمان سندرم کمپارتمان شکمی و هیپرتانسیون شکمی کرده است (شکل 2-7) (37،36) .
2282825-63500اندازه گیری IAP و APP به صورت مداوم یاحداقل هر 6-4 ساعت
ادامه درمان تا حفظ IAP کمتر از mmHg 15 و APP بیش از mmHg 60
00اندازه گیری IAP و APP به صورت مداوم یاحداقل هر 6-4 ساعت
ادامه درمان تا حفظ IAP کمتر از mmHg 15 و APP بیش از mmHg 60
2879725-440690002386965-1088390mmHg 12< IAP
شروع درمان طبی تا کاهش IAP
00mmHg 12< IAP
شروع درمان طبی تا کاهش IAP

52673252768600039681152768600047498027686000156781527686000290893527686000
4648200259715بهبود جریان خون سیستمیک و منطقه ای
00بهبود جریان خون سیستمیک و منطقه ای
3420110259715مطلوب سازی تجویز مایعات
00مطلوب سازی تجویز مایعات
2278380259715بهبود کمپلیانس دیواره شکم
00بهبود کمپلیانس دیواره شکم
1019175259715خارج کردن توده های فضاگیر خل شکمی
00خارج کردن توده های فضاگیر خل شکمی
-90170259715تخلیه محتویات داخله روده ای
00تخلیه محتویات داخله روده ای

-5162552924810مرحله اول
00مرحله اول
4623435263525احیای مایعات با هدف مستقیم
00احیای مایعات با هدف مستقیم
3420110263525اجتناب از تجویز بیش از حد مایعات
00اجتناب از تجویز بیش از حد مایعات
2278380263525اطمینان از آرامبخشی و بی دردی کافی
00اطمینان از آرامبخشی و بی دردی کافی
1019175238760سونوگرافیشکمی جهت تشخیص ضایعات
ایعات
00سونوگرافیشکمی جهت تشخیص ضایعات
ایعات
-90170238760گذاشتن NGT یا رکتال تیوب
00گذاشتن NGT یا رکتال تیوب

-90170272415شروع داروهای افزایش دهنده حرکات معده روده
00شروع داروهای افزایش دهنده حرکات معده روده

3334385111125کمک به حفظ تعادل منفی مایعات برای سه روز
00کمک به حفظ تعادل منفی مایعات برای سه روز
-4667254046855مرحله دوم
00مرحله دوم
-90170111125به حداقل رساندن تغذیه روده ای
00به حداقل رساندن تغذیه روده ای
4623435111125حفظ فشار پرفیوؤن شکمی mmHg60≤APP
00حفظ فشار پرفیوؤن شکمی mmHg60≤APP
2194560111125برداشتنپانسمانها واسکارهایمحدودکننده شکم
00برداشتنپانسمانها واسکارهایمحدودکننده شکم
933450111125توموگرافی کامپیوتری شکم برای تشخیص ضایعات شکمی
00توموگرافی کامپیوتری شکم برای تشخیص ضایعات شکمی

4592955169545مانیتورینگ همودینامیک جهت احیای مایعات
00مانیتورینگ همودینامیک جهت احیای مایعات
2194560169545اجتناب از وضعیت دمر وافزایش سرتخت بیش از20 درجه
00اجتناب از وضعیت دمر وافزایش سرتخت بیش از20 درجه
3363595169545احیا با مایعات هیپرتونیک وکلوییدی
00احیا با مایعات هیپرتونیک وکلوییدی
963295270510درناژ با کاتتر از طریق پوست
00درناژ با کاتتر از طریق پوست
-90170208280تجویز انما
00تجویز انما

9563105080برداشتن ضایعات توسط جراحی
00برداشتن ضایعات توسط جراحی
459359025400تجویز داروهای وازواکتیو جهت حفظ APP>60 mmHg
00تجویز داروهای وازواکتیو جهت حفظ APP>60 mmHg
333375025400برداشتن مایعات توسط دیورتیک
00برداشتن مایعات توسط دیورتیک
211455025400وضعیت عکس ترندلنبرگ
00وضعیت عکس ترندلنبرگ
-692158255کلونوسکوپی با هدف کاهش فشار
00کلونوسکوپی با هدف کاهش فشار
-4152905200015مرحله سوم
00مرحله سوم

336359551435انجام همودیالیز / اولترافیلتراسیون
00انجام همودیالیز / اولترافیلتراسیون
211455051435تجویز بلوک کننده های عصبی-عضلانی
00تجویز بلوک کننده های عصبی-عضلانی
-3937089535قطع تغذیه روده ای
00قطع تغذیه روده ای

-4152906217285مرحله چهارم
00مرحله چهارم
-90170189865در صورت mmHg 25< IAP (و یا mmHg 60 < APP ) و وجود نارسایی یا اختلال عملکرد ارگانی جدید IAH/ACS بیمار به درمان طبی مقاوم می باشد. انجام لاپاراتومی با هدف کاهش فشار داخل شکمی به طور اکید توصیه می گردد.
00در صورت mmHg 25< IAP (و یا mmHg 60 < APP ) و وجود نارسایی یا اختلال عملکرد ارگانی جدید IAH/ACS بیمار به درمان طبی مقاوم می باشد. انجام لاپاراتومی با هدف کاهش فشار داخل شکمی به طور اکید توصیه می گردد.

شکل 2-7: الگوریتم درمان هیپرتانسیون داخل شکمی و سندرم کمپارتمان شکمی(36)
درمان های غیر جراحی شامل 5 مداخله درمانی می باشد.
1. تخلیه محتویات داخل روده ای
2. تخلیه محتویات خارج روده ای (درون شکم یا فضای رتروپریتوئن)
3. بهبود کمپلیانس دیواره شکم
4. تعدیل تجویز مایعات (به اندازه کافی ونه خیلی زیاد)
5. بهبود پرفیوژن بافتی
تخلیه محتویات داخل روده ای
حجم زیاد هوا در دستگاه گوارش و ایلئوس دو عارضه ای است که در بیماران بخش های مراقبت ویژه که تحت تهویه مکانیکی و دریافت ترکیبی از داروهای مختلف می باشند رخ می دهد. تجمع مایعات و گازهای داخل لوله گوارش حجم درون حفره شکم را افزایش می دهد و منجر به افزایش IAP و کاهش خونرسانی می گردد.یک مداخله ساده مثل ساکشن لوله بینی –معدی و درناژ رکتال تیوب اغلب اوقات برای درمان این مشکل وپایین آوردن IAP مؤثر است. تجویز داروهای محرک پروکینتیک مثل اریترومایسین و متوکلوپروماید به تخلیه مواد داخل روده ای کمک خواهد کرد. به ندرت برای کاهش فشار داخل روده ای از کلونوسکوپی کاهنده فشار یا حتی جراحی شکم نیز ممکن است استفاده گردد(38).
تخلیه فضای خارج روده ای از توده های فضاگیر
مایع آزاد در شکم ، آبسه یا هماتوم رتروپریتوئن می تواند منجر به افزایش IAP گردد. این موارد بوسیله معاینه فیزیکی ، سنوگرافی و سی تی اسکن لگن قابل تشخیص می باشد. درناژ مایعات جمع شده از طریق پوست پرفیوژن ارگانی را بهبود می بخشد و از انجام مداخله جراحی جلوگیری می کند. مطالعات اخیر نشان داده است که درناژ مایعات باعث کاهش سطح سایتوکین های التهابی هم در فضای داخل شکمی و هم در سطح سرمی می گردد (40،39)
بهبود کمپلیانس دیواره شکم
وقتی دیواره شکم بیش از حد اتساع پیدا می کنددیگر افزایش فشار داخل شکمی تحمل نخواهد شد. بویژه در بیمارانیکه تحت تهویه مکانیکی می باشند و یا درد دارند. در حقیقت نوسانات IAP در طی تهویه مکانیکی می تواند یک شاخص مفید کاهش کمپلیانس دیواره شکم باشد. اگر تفاوت زیادی بین IAP در انتهای بازدم و انتهای دم وجود داشته باشد به این معنی می باشد که بیمار به سمت IAH در حال پیشرفت است .گاهی اوقات به کاربردن مداخلات بسیار ساده مثل تجویز مسکن یا آرامبخش ها در کاهش IAP مؤثر است.با توجه به تاثیر وضعیت بدن بر روی IAP ، مداخله ساده دیگر در کاهش فشار داخل شکمی قرار دادن بیمار در وضعیتی است که شکم صاف و بدون چین خوردگی باشد به طور مثال قرار دادن بیمار دروضعیت طاقباز همراه با وضعیت ترندلنبرگ بر عکس می تواند به کاهش IAP کمک کند. قرار دادن بیمار در وضعیت خوابیده به شکم همچنین باعث افزایش IAP می گردد که در این موارد مراقبت دقیق از نظر ایسکمی روده ای باید انجام گردد. برخی از مطالعات و شواهد بالینی بیان می کند که اگر با این مداخلات همچنان IAP بیش از 20 میلی متر جیوه باشد استفاده از بلوک کننده های عصبی _عضلانی می تواند مؤثر باشد (40).
از دیگر روش های مشابه استفاده از بی دردی اپی دورال است. ها کابیان و همکارانش در مطالعه ای که بروی بیماران بعد از عمل جراحی با IAP بالای 15 میلی متر جیوه که تحت بی دردی اپی دورال قرارگرفتند به این نتیجه رسیدند که یک ساعت بعد از بی دردی اپی دورال IAP از 7/15 به 9/5 کاهش یافت . این در حالی است که کاهش متوسط فشار شریانی در این بیماران دیده نشد(41).
احیای مایعات
احیای مناسب مایعات ممکن است کار دشواری در بیماران بدحال باشد . بخصوص در حضور IAP بالا وجود IAH ممکن است تفسیر بسیاری از شاخص های همودینامیک را تحت تاثیر قرار دهد. این در حالی است که تجویز بیش از حد مایعات نیز منجر به افزایش فشار داخل شکمی و بدتر شدن نتایج درمان می گردد. پیچیدگی تداخل بین فشارهای داخل شکمی ، داخل قفسه سینه ای و داخل عروقی صحت استفاده از CVP و PCWP را در بررسی حجم مایعات بدن دچار مشکل می سازد . بررسی حجم پایان دیاستولی بوسیله اکوکاردیوگرافی روش دقیقتری برای بررسی حجم داخل عروقی می باشد که معمولاً در دسترس نمی باشد.IAP می تواند به عنوان پارامتری برای تصحیح استاندارد CVP و PCWP به کار برده شود. بیمارانیکه در خطر IAH قرار دارند نیازمند مراقبت دقیق تر از نظر تجویز مایعات می باشند. احیای مایعات در این بیماران باید با توجه به وضعیت پارامترهای قلبی ، اکسیژناسیون ، برون ده ادراری و اندازه گیری IAP انجام گردد.( 42،43)
اصلاح پرفیوژن بافتی
بدنبال احیای مطلوب مایعات ، جریان خون شکمی برقرار می گردد که این موضوع بوسیله فشار پرفیوژن شکمی قابل محاسبه است . اساس این مفهوم همانند فشار پرفیوژن مغزی است. جریان خون بافتی در ارتباط مستقیم با MAP می باشد. APP که منعکس کننده اکسیژناسیون واقعی بافتی است نسبت به اندازه گیری IAP یک معیار پیشگویی کننده دقیق تری است. بیمارانیکه به درستی در آنها احیای مایعات انجام شده است بوسیله عوامل اینوتروپیک وضعیت اکسیژناسیون بافتی بهتری خواهند داشت . به منظور اطمینان از اکسیژناسیون کافی بافتی APP نباید کمتر از 60 میلی متر جیوه باشد.(44)
MAP- IAP=APP
درمان های جراحی (لاپاراتومی کاهنده فشار)
وقتی همه راه های کاهش فشار داخل شکمی منجر به شکست می شود و بیمار از IAH به سمت ACS پیشرفت می کند نیاز به یک جراحی فوری پیدا میکند. این بیماران معمولاً از مرحله پایانی ایسکمی بافتی رنج می برندکه به سمت اختلال عملکرد سلولی و در نهایت مرگ سلولی پیش می رود. مناسب ترین درمان ، جراحی فوری کاهنده فشار از طریق تکنیک های شکم باز و یا به صورت اولیه انجام فاشیاتومی زیر پوستی است. عدم تعجیل در انجام دکمپرسیون جراحی ACS منجر به طولانی شدن زمان و افزایش شدت ایسکمی مزانتر و نیز کاهش خونرسانی ارگان های چند گانه و نهایتاً افزایش مرگ ومیر می گردد (39).
به هرحال علی رغم شیوع بالای IAH/ACS در بیماران داخلی اکثر پزشکان و پرستاران بر این باور هستند که تنها درمان IAH دکمپرسیون جراحی می باشد . در حالی که درمان غیر جراحی سنگ بنای درمان این سندرم می باشدو نقش حیاتی را در پیشگیری و درمان نارسایی ارگانی ناشی از IAH ایفا می کند. امروزه مطالعات زیادی نشان داده اند که درمان غیر جراحی نه تنها میزان بقا را بهتر می کند بلکه از پیشرفت کامل ACS نیز جلوگیری خواهد کرد و طول مدت بستری در ICU و بیمارستان را کاهش خواهد داد و از طرفی از نظر اقتصادی نیز مقرون به صرفه خواهد بود(45).
اندازه گیری IAP به هر روشی که انجام گردد حفظ راحتی وآسایش بیمار در حین اندازه گیری IAP بسیار مهم و ضروری است. یکی از جنبه های راحتی وآسایش، بیماران بخصوص بیماران بستری در بخش های مراقبت ویژه حفظ وضعیت مناسب و بی خطر آنها می باشد.از طرفی وضعیت بیمار باید به گونه ای باشد که به صحت اندازه گیری IAP و سایر پارامترهای همودینامیکی خللی وارد نکند.
مطالب ذکر شده نشان می دهد که اندازه گیری IAP می تواند در تشخیص زود هنگام IAH بسیار مفید باشد و لزوم انجام این فرایند نیاز به وضعیت ایمن و راحتی بیمار با توجه به شیوع آن دارد لذا تعیین وضعیتی از زاویه سر تخت برای اندازه گیری IAP بویژه در روش اندازه گیری مداوم جهت پیشگیری از عوارض وضعیت صفر درجه بسیار مهم می باشد از این رو این پژوهش با توجه به اهمیت مسئله مزبور انجام گردید.
مروری بر مطالعات انجام شده :
اهمیت اندازه گیری سریال IAPدر بررسی و احیای بیماران به شدت بد حال در دهه گذشته به طور فزاینده ای تشخیص داده شده است. IAP باید در بیمارانیکه عوامل خطر IAH / ACS را دارند کنترل گردد.
چتام و همکاران (2009) مطالعه ا ی کهورت آینده نگر با هدف تعیین تاثیر سه وضعیت مختلف بدن (وضعیت طاقباز یا صفر درجه ، 15 درجه و 30 درجه ) برروی فشار داخل مثانه که روش استاندارد شده برای اندازه گیری فشار داخل شکمی می باشد می باشد انجام دادند .
-296164015144751)Intra-ahdomind Prerruse
2)Su Iutya-abdominal hypertension
3)Abodmind Comartment sundrome
4) Yentilatore –Associated pneumonia
5) Supine position
6 )chcathametal
001)Intra-ahdomind Prerruse
2)Su Iutya-abdominal hypertension
3)Abodmind Comartment sundrome
4) Yentilatore –Associated pneumonia
5) Supine position
6 )chcathametal
معیارهای ورود نمونه شامل بیماران 18 سال و بالاتر دریافت داروی آرامبخش و اتصال به تهویه مکانیکی که حداقل یک عامل خطر IAH/ACS به شمار می رود. معیارهای خروج هر بیماری که نمی توانست تغییر در وضعیت بدن را تحمل کند مثل بیماران با ضایعات نخاعی ، هیپرتانسیون داخل جمجمه ای ، بی ثباتی همودینامیک را شامل می شد .
با توجه به موارد فوق تعداد 132 بیمار در مطالعه شرکت داده شدند . بعد از کسب اجازه از کمیته اخلاق و اخذ فرم رضایت ، بیماران در سه وضعیت طاقباز ، 15 درجه و 30 درجه قرار گرفتند و از خار ایلیاک به عنوان نقطه صفر اندازه گیری استفاده شد و برای کنترل تاثیر انقباض عضله دیواره شکم برروی اندازه گیری IAPبیمارانآرام میشدند به طوریکه نمرهآرامبخش و آژیتاسیون براساس معیار ریچموند (RASS ) در طی دوره اندازه گیری (4-) بود .
اندازه گیری از طریق مثانه و با تزریق 20 میلی لیترنرمال سالین به داخل مثانه با استفاده از کیت ابوایزر انجام شد . سه بار اندازه گیری در هر وضعیت ( صفر درجه ، 15 درجه و 30 درجه ) حداقل به فاصله 4 ساعت انجام شد. اندازه گیری در انتها ی بازدم و در حالیکه انقباض فعال عضله شکم وجود نداشت و بعد از حداقل 30 ثانیه برای جلوگیری از انقباض مثانه صورت گرفت. نرمال سالین تزریق شده اجازه می دهد تا مثانه برای اندازه گیری بعدی IAP به طور کامل تخلیه شود . اطلاعات فردی در نظر گرفته شده شامل : سن ، جنس ، وزن قد تشخیص زمان پذیرش یا مکانیزم آسیب و وجود عامل خطر IAP بود .-915225569851)Acute physidogy and Chronic Health Evalution Score version
2)Simlified Acute physiology Score Version
3)Seoyuential organ failure Assessment score
001)Acute physidogy and Chronic Health Evalution Score version


2)Simlified Acute physiology Score Version
3)Seoyuential organ failure Assessment score
متوسط سن بیماران 18±59 سال ، 71 درصد مرد ،متوسط شاخص توده بدنی 6±27 ، به طور متوسط تشخیص بیماران 43 درصد داخلی ، 39 درصد جراحی ، و 18 درصد تروما بود. شد .
شدت بیماری طی اندازه گیری در یک دوره 24 ساعته بوسیله نمره نارسایی ارگانی ( SOFA) ( SAPS) ، ( APACHE II) تعیین شد که متوسط این معیارها به ترتیب 6±10، 18± 45، 9± 21 بود. برای هر وضعیت متوسط فشار شریانی (MAP) و PEEP و حداکثر فشار بازدمی (PIP) ، متوسط فشار راه هوایی(MAP ) و RASS ثبت اطلاعات با ضریب اطمینان %95 گزارش گردید . از واریانس اندازه گیری مکرر ، آزمونt وپست هوک برای معنی داری بین گروه های IAP و جهت تعیین میزان خطا و حد توافق بین سه گروه وضعیت از روش بلند و آلتمن استفاده گردید. در این پژوهش طبق انجمن جهانی سندرم کمپارتمان شکمی میزان خطا کمتر از 1 میلیمتر جیوه و حد توافق بین 4- تا 4+ بیان شده است. بین همه معیار ها با 5 0/0 >P معنی دار در نظر گرفته شد . از 132 بیمار شرکت داده شده در این مطالعه 392 بار اندازه گیری IAP انجام شد . در 4 بیمار به دلیل عدم تحمل ،وضعیت سوم اندازه گیری در آنها انجام نشد .
شیوع IAH 46 درصد ، ACS 15 درصد ، متوسط فشار شریانی 83 میلی متر جیوه ، حداکثر فشار بازدمی 24 سانتی متر آب ، متوسط فشار راه هوایی 13 سانتی متر آب و متوسط فشار مثبت انتهای بازدمی 8 سانتی متر آب بود . متوسط RASS 8/3- تایید کننده صحت اندازه گیری IAPاست. 88 درصد بیماران د ر طی اندازه گیری شکم بسته داشتند و در 12درصد شکم باز شده بود . از نظر درمان هیپرتانسیون داخل شکمی 56درصد نیاز به دکمپرسیون شکمی و 44 درصد نیاز به شکم باز داشتند . 24درصد ا ز بیماران به دلایل نارسایی چند ارگانی (44درصد) ، ACS (22درصد)، خونریزی (18درصد) و سپسیس (15درصد) فوت کردند . سه سری اندازه گیری IAP در هر وضعیت بدن با آنالیز واریانس مقایسه شد .
مقایسه IAP در زاویه 15 و30 درجه در مقایسه با IAP در صفر درجه اختلاف معنی داری نشان داد. ( 0001/0>P ) میزان خطا و محدوده توافق به ترتیب بین زوایای 15-0 ، 1/5 میلیمتر جیوه و2/8- تا 5/8 ومیزان خطا و محدوده توافق به ترتیب بین زوایای 30-0 3/7 و 2/2- تا 9/6 گزارش گردید. داده ها نشان داد که وقتی فشار داخل شکمی به 20 میلیمتر جیوه و بیشتر رسید، زوایای کمتر از30درجه در افزایش فشار داخل شکمی موثر نیست . ( 01/0 > (P این نتیجه بیان می کند که IAP در بیماران بد حال در زوایای بین صفر و 30 درجه قابل اندازه گیری می باشد .
این پژوهش بیان می کند که بالا بردن سرتخت حتی به میزان کم باعث افزایش فشار داخل شکمی نسبت به وضعیت صفر درجه می گردد. این اختلافات وضعیتی اگرچه اندک به نظر می رسد اما هم از نظر آماری و هم از نظر بالینی مهم هستند و می تواند به شکل بالقوه منجر به تغییر در درمان بالینی شوند. ثبات وضعیت بیمار از یک اندازه گیری تا اندازه گیری بعدی در صحت اندازه گیری IAP برای تصمیم گیری بالینی اهمیت دارد.
این مطالعه پیشنهاد می نماید که اندازه گیریIAP در وضعیت صفر درجه انجام شود تا هم یک استاندارد سازی در تکنیک اندازه گیری بوجود آید و هم اینکه از خطاهای اندازه گیری در زوایای 15 و 30 درجه پیشگیری شود. مراقبت کنندگان باید به این مساله توجه داشته باشند که در صورت بالا بردن سر تخت در فواصل اندازه گیری جهت پیشگیری از پنومونی ممکن است میزان IAP کمتر از حد واقعی نشان داده شود(1) .
اندازه گیری فشار داخل شکمی به منظور شناسایی هیپرتانسیون داخل شکمی که ممکن است علاوه بر بروز اختلالات قلبی _عروقی ، تنفسی وکلیوی موجب اختلال گردش خون احشایی شود،استفاده می گردد. از آنجائیکه درجه ای از IAP که در آن درجه ، سندرم کمپارتمان شکمی تشخیص داده شود ، هنوز تعریف نشده است و همچنین تاثیر درجه ای که معمولا برای وضعیت سرتخت استفاده می شود، بر اندازه گیری وسنجش روشن نیست ، مطالعات زیادی در این زمینه در حال انجام است . از این روواسکویز و همکارانش در ویچیتا کانزاس مطالعه ای مقطعی آینده نگر با هدف تاثیر درجات مختلف سرتخت برروی فشار داخل شکمی که بوسیله اندازه گیری فشار داخل مثانه اندازه گیری می گردد، را انجام دادند.
در این پژوهش پس از کسب اجازه از کمیته استانداردهای اخلاقی در پژوهش های تجربی ودریافت موافقت از سازمان تحقیق پزشکی ویچیتا انجام گردید .معیارهای ورود نمو نه در این مطالعه شامل : بیماران ترومایی 18 سال به بالا که با جایگذاری کاتترادراری در ICU پذیرش می شدند بوده است . معیارهای خروج بارداری ، شکستگی همراه با جابجایی و هماتوم لگن ؛ سیستکتومی قبلی ، پارگی تروماتیک مثانه ، موارد منع وضعیت خوابیده به پشت ؛ نیمه خوابیده وضعیت به پهلو ، عدم ثبات همودینامیک ؛ مایع درمانی وسیع و وجود کاتتر سوپراپوبیک ذکر شده است .
با رعایت موارد فوق تعداد 45 نفر بیمارترومایی پذیرش شده بین مارس 2005 تا اگوست 2005 به عنوان واحدهای مورد پژوهش در نظر گرفته شد. روش کار بدین شرح بوده است که برای هر واحد مورد پژوهش سه بار در 5 وضعیت خوابیده به پشت ( صفر ، 15 ، 30 ، 45 و 30 درجه بالای خط افقی همراه با 15 درجه انحراف سرتخت) اندازه گیری فشار داخل مثانه که نمایانگر فشار داخل شکمی می باشد انجام شد . اندازه زاویه سرتخت بوسیله شاخص زاویه موجود در نرده هر تخت سنجیده شد . اندازه گیری فشار داخل مثانه درانتهای بازدم و حداقل یک دقیقه بعد از هر تغییر وضعیت بیمار جهت برقراری تعادل بدن انجام شد. بعلاوه همه اندازه گیری های واحدهای مورد پژوهش در طی یک دوره 4 ساعته جهت به حداقل رساندن تاثیر تغییرات وضعیت بالینی بر اندازه گیری فشار داخل مثانه صورت گرفت .کیت ابوایزر اندازه گیری فشار داخل شکمی از طریق کاتتر فولی به واحدهای پژوهش وصل گردید ؛ بعد از قرار دادن بیمار در اولین وضعیت و برقراری موازنه به آرامی 50 سی سی سرم نرمال سالین به داخل مثانه تزریق گردید . بعد از حداقل یک دقیقه، فشار اندازه گیری شده مثانه ثبت شد . این روش برای وضعیت های بعدی تا زمانی که فشار داخل مثانه برای هر 5 وضعیت تعیین شده اندازه گیری و ثبت شود ادامه یافت . IAP بیماران در هر 5 وضعیت سه بار اندازه گیری شد و متوسط IAP محاسبه گردید . از این رو 675 بار فشار داخل مثانه برای 45 بیما رمورد بررسی قرار گرفت جمع آوری داده ها در همه شیفت ها صورت گرفت .
بیماران انتخاب شده از نظر شاخص توده بدنی (BMI) براساس طبقه بندی سازمان بهداشت جهانی در سال 2000 در چهار گروه : وزن کمتر از حد طبیعی 5/18 >BMI ، وزن در محدوده طبیعی 99/24_5/18 ، اضافه وزن 99/29_25 و چاقی 30 <BMI طبقه بندی شدند. خصوصیات بالینی و دریافت مداخلات مختلف آنها عبارت بود از : ساکشن لوله بینی (7/26درصد) ، تغذیه لوله ای (6/15درصد) ، فلج روده ای ( 11درصد) ، لاپاراتومی (9/8درصد) ، استفاده از فلج کننده های شیمیایی (2/2درصد) ، اتصال به تهویه مکانیکی (3/33درصد) با فشار پلاتو 40-7 و متوسط کل آن 14/21 بود.

user8304

1- 2هدف از مطالعه.......................................................................................................................................................................................................4
فصل دوم:کلیات و مرور منابع
2-1کلیات....................................................................................................................................................................................................................5
2-2 فلزات سنگین........................................................................................................................................................................................................6
2- 2- 1منشأ فلزات سنگین...........................................................................................................................................................................................8
2- 2-2 اثرات فلزات سنگین بر سلامت آبزیان..............................................................................................................................................................9
2- 3 کادمیوم، منشأ و منایع آن در محیط زیست.........................................................................................................................................................10
2- 4 مسیر های جذب...............................................................................................................................................................................................11
2- 5 آبشش...............................................................................................................................................................................................................11
2- 6 کبد، روده،کلیه.................................................................................................................................................................................................12
2-7 سایر مسیرهای جذب..........................................................................................................................................................................................13
2- 8 تاثیر متقابل فلزات سنگین بر یکدیگر.................................................................................................................................................................13
2- 9 عوامل موثر در قابلیت دسترسی ماهیان به فلزات سنگین......................................................................................................................................13
2- 10مسمویت.............................................................................................................................................................................................................14
2-11مسمومیت و بیماریهای ناشی از کادمیوم در ماهیان..............................................................................................................................................14
2- 12مرور منابع...........................................................................................................................................................................................................16
فصل سوم: مواد و روشها
3- 1 منطقه نمونه برداری...........................................................................................................................................................................................19
3- 2معرفی ماهی نازک.............................................................................................................................................................................................20
3-3 انتقال ماهیان به سالن آکواریوم جهت سازگاری....................................................................................................................................................20
3-4 اندازه گیری فاکتورهای فیزیکوشیمیایی..............................................................................................................................................................21
3- 5 ساخت محلول ذخیره کادمیوم......................................................................................................................................................................... 21
-198783-5883973-6 آنالیزهای خونشناسی...........................................................................................................................................................................................22
3-6-1 اندازهگیری هموگلوبین...................................................................................................................................................................................22
2724785640080هشت
00هشت
3-6-2 اندازهگیری هماتوکریت..............................................................................................................................................................................22
-261257-4868883-6-3 شمارش گلبول قرمز.......................................................................................................................................................................................22
3- 7 شاخصهای ثانویه خونشناسی..............................................................................................................................................................................23
3- 7-1 حجم متوسط گویچه قرمز (MCV).................................................................................................................................................................23
3-7-2 میانگین غلظت هموگلوبین ذرهای (MCHC).....................................................................................................................................................23
3-7-3 آنالیز شیمیایی میانگین هموگلوبین ذرهای (MCH).............................................................................................................................................23
3-8 شمارش گلبول سفید................................................................................................................................................................................................23
3- 9 نمونه برداری برای مطالعه بافتشناسی..................................................................................................................................................................24
3-10 تهیه مقطع بافتی.....................................................................................................................................................................................................24
3-10-1 مرحله آبگیری و شفاف سازی..........................................................................................................................................................................24
3-10-2 مرحله قالب گیری..........................................................................................................................................................................................25
3- 10-3 برش وتهیه لام.................................................................................................................................................................................................25
3-10-4 رنگ آمیزی.....................................................................................................................................................................................................25
3-10-5 کمی سازی آسیب بافتی...................................................................................................................................................................................25
3-11 آنالیز تجمع زیستی آماده سازی نمونه های آبشش و جهت .................................................................................................................................30
3-12 جذب اتمی.........................................................................................................................................................................................................30
3-13 تحلیل آماری.......................................................................................................................................................................................................31
فصل چهارم: نتایج و بحث
۴- ۱ شاخصهای زیستی ماهیان و پارامترهای فیزیکوشیمیایی آب...............................................................................................................................32
۴-2 پارامترهای خونشناسی........................................................................................................................................................................................33
۴- 3 شاخصهای ثانویه..............................................................................................................................................................................................36
۴-4 تعداد گلبولهای سفید خون................................................................................................................................................................................38
۴-5 نتایج تجمع زیستی..............................................................................................................................................................................................40
۴-6 تغییرات هیستوپاتولوژیک آبشش.........................................................................................................................................................................42
4-7 تغییرات هیستوپاتولوژیک کبد..............................................................................................................................................................................48
فصل پنجم: نتیجهگیری و پیشنهادها
5- 1 نتیجهگیری......................................................................................................................................................................................................52
5-2 پیشنهادها..............................................................................................................................................................................................................53
منابع............................................................................................................................................................................................................................54
27825702593340نه
00نه
2877185228536500
5653377-659958-292293-597342
فهرست اشکال
عنوان صفحه
شکل2-1 چرخه زیستی فلزات سنگین در موجودات زنده.............................................................................................................................................8
شکل3- 1 تصویری از موقعیت چشمه دیمه19
شکل 3-2 ماهی نازک20
شکل۴-1 تغییرات پارامترهای اولیه خونشناسی34
شکل ۴-2 تغییرات پارامترهای ثانویه خونشناسی37
شکل۴-3 تعداد گلبولهای سفید در تیمارهای آزمایشی38
شکل۴- 4 میزان تجمع کادمیوم بافت آبشش ماهی نازک...........................................................................................................................................40
شکل۴-5 تغییرات بافتی مشاهده شده در آبشش ماهی نازک........................................................................................................................................43
شکل۴-6 میانگین میزان تغییرات شاخص Iorg بافت آبشش ماهی نازک....................................................................................................................45
شکل۴-7 تغییرات بافتی مشاهده شده در کبد ماهی نازک............................................................................................................................................48
شکل۴-8 میانگین میزان تغییرات شاخص Iorg بافت کبد ماهی نازک........................................................................................................................50
2853055546100ده
00ده

-294198-556591-85090-91376500فهرست جداول
عنوان صفحه
جدول 2-1 انواع فلزات سنگین و شدت سمیت آنها8
جدول 3-1 روش ارزیابی آسیبشناسی بافتها............................................................................................................................................................29
جدول4-1 پارامترهای فیزیکوشیمیایی آب....................................................................................................................................................................32
جدول 4-2 درجه بندی نیمهکمی آسیب آبشش ماهی نازک.......................................................................................................................................44
جدول4-3 درجه بندی نیمهکمی آسیب کبد ماهی نازک.............................................................................................................................................49
28545186093239یازده
00یازده

-294198-5009325716988-500932
-295275-533400-460982-598584چکیده
بوم سازگان آبی هر روزه، دریافت کننده حجم وسیعی از آلایندههایی همچون فلزات سنگین، هیدروکربنها، آفتکشها و مواد آلی هستند. هدف از انجام این تحقیق بررسی اثرات کلرید کادمیوم بر برخی شاخصهای خونشناسی و بافتشناسی ماهی نازک Chondrostoma regium است. به این منظورتعداد 100 قطعه ماهی نازک از یکی از سرشاخههای زایندهرود صید و به آزمایشگاه منتقل شد. ماهیان در گروههای صفر(گروه شاهد)، 5/0، 5/2، 5/7 میکروگرم بر لیتر کلرید کادمیوم قرار گرفتند. در طی آزمایش فاکتورهای فیزیکوشیمیایی آب شامل اکسیژن محلول، درجه حرارت، pH، قلیائیت و سختی سنجش شد. در پایان دوره آزمایش، خونگیری از ساقه دمی ماهیان صورت گرفت و شاخصهای مرسوم خونشناسی بررسی شد. بافت کبد و آبشش نیز در پایان روز 14 به منظور مطالعات آسیب شناسی بافتی در فرمالین 10% تثبیت شد. به منظور ارزیابی میزان تجمع کادمیوم، پس از آمادهسازی و هضم نمونههای بافت آبشش مقدار فلز سنگین کادمیوم با استفاده از دستگاه جذب اتمی شعلهای تعیین گردید. نتایج نشان داد که تعداد گلبولهای قرمز در غلظت 5/0 میکروگرم در لیتر کادمیوم نسبت به گروه شاهد افزایش یافت. میزان هموگلوبین و هماتوکریت در غلظت 5/7 میکروگرم بر لیتر کادمیوم نسبت به گروه شاهد کاهش نشان داد. همچنین آنالیزهای مربوط به پارامترهای ثانویه خونشناسی شامل حجم متوسط گلبول قرمز (MCV) و میانگین هموگلوبین ذرهای (MCH) نشاندهنده کاهش این دو پارامتر در غلظت 5/0 میکروگرم بر لیتر کادمیوم نسبت به گروه شاهد بود. بیشترین تجمع فلز سنگین در غلظت 5/7 میکروگرم در لیتر کادمیوم مشاهده شد که معادل 136/0± 8/2 بر حسب میکروگرم برگرم وزن خشک ماهی بود. مهمترین تغییرات ایجاد شده در بافت آبشش شامل هایپرپلازی، چماقی شدن و همجوشی بود. در بافت کبد پرخونی، پیکنوزیس هستهای و نکروز کانونی مشاهده شد. به طور کلی نتایج نشان داد که به جز میانگین غلظت هموگلوبین (MCHC)، در سایر فاکتورهای ثانویه خونشناسی تفاوت معنیداری(p<0/05) با گروه شاهد مشاهده شد. همانگونه که در فاکتورهای اولیه خونشناسی نیز تفاوت معنی دار با گروه شاهد نشان داده شد(p<0/05). شدت تغییرات وارده به بافت آبشش و کبد متناسب با افزایش غلظت کلرید کادمیوم، افزایش یافت به طوریکه بیشترین تغییرات آسیب شناسی در ماهیان تیمار شده با غلظت 5/7 میکروگرم بر لیتر کلریدکادمیوم در مقایسه با گروه شاهد مشاهده شد. این نتایج بیانگر اثر کادمیوم در ایجاد تغییرات فاکتورهای خونشناسی و آسیب شناسی بافت آبشش و کبد است.
کلمات کلیدی: ماهی نازک Chondrostoma regium،کادمیوم، پارامترهای خونشناسی، تجمع، آبشش، کبد.
-262393-17468025701085-1977390فصل اول
مقدمه
1-1 مقدمه
اکوسیستمهای آبی هر روزه، دریافت کننده حجم وسیعی از آلایندههایی همچون فلزات سنگین، هیدروکربنها، آفتکشها و مواد آلی ناشی از فاضلابهای خانگی، صنعتی، معدنی، کشاورزی هستند. این مواد پس از ورود به اکوسیستم آبی موجب آلودگی و تجمع در بدن موجودات آبزی میشوند. در چنین شرایطی برآورد اثرات این آلایندهها بر بوم سازگان آبی، امری کاملاً ضروری است چرا که تغییرات شیمیایی، تعادل بوم سازگان را بر هم زده و از عملکرد درست آن، ممانعت مینماید ]44[. فلزات سنگین از منابع طبیعی و غیرطبیعی به طور پیوسته وارد اکوسیستمهای آبی میشوند و به دلیل مسمویت، حضور طولانی،آلودگی موجودات زنده و حضور در زنجیره غذایی موجودات زنده، تهدیدی جدی برای اکوسیستم به شمار میروند. گزارشهای متعددی در مورد مرگ و میر آبزیان در منابع آبی داخلی و یا دریایی به دلیل ورود آلایندههای فلزات سنگین وجود دارد. به طور معمول بعضی از فلزات سنگین گرچه به میزان بسیار کم، برای انجام فعالیتهای طبیعی فیزیولوژیک بدن انسان و پستانداران و نیز آبزیان ضروری هستند اما زمانی که غلظت فلزات سنگین در محیط از حد مجاز فراتر رود و یا به طور مستمر وارد محیط زیست ماهیان و سایر آبزیان شوند، ماهیان با جذب آنها به طریق مستقیم و یا غیرمستقیم و ذخیره سازیشان در اندامهایی مانند آبشش، کبد و کلیه دچار نوعی مسمومیت مزمن میشوند و در صورت استمرار، علایم ویژه این نوع مسمومیتها را نشان میدهند.

چنین رخدادی در انسان به دلیل برداشت یکباره و زیاد فلزات سنگین تجمع یافته در ماهیچههای ماهی، ممکن است علائم حاد مسمومیتها را نشان دهد و افراد مسموم علائم کلینیکی و اختلالات فیزیولوژیک مربوط به عنصر مربوط را به طور خاص نشان میدهند]9[. فلزات سنگین به عنوان یکی از گروههای اصلی آلاینده محیطهای آبی در اثر فعالیتهای طبیعی و نیز به طور عمده در اثر فعالیتهای انسانی به محیط های آبی راه می یابند]66[. این فلزات با تجمع در بافتهای ماهیان، تغییراتی را در سطوح مختلف عملکردی آنها ایجاد مینمایند و امروزه از ماهیان به عنوان شاخصهای زیستی حساس در بحث ارزیابی کیفیت محیطهای آبی استفاده میشود که میتوانند اطلاعات ما را در خصوص نوع و میزان آلاینده و نیز مکانیزمهای سمیت آن ها در بومسازگان آبی افزایش دهد]107[. در بررسیهای انجام شده، فلزات سنگین در ماهیان میتوانند موجب تغییرات رفتاری،تغییر در استراتژی تغذیه، الگوی شنا، فرار شکار و شکارچی، تولیدمثل، یادگیری، استرسهای تنفسی]45[، تغییر رشد]69[، تغییر شاخصهای خونی]32، 108، 109[، اختلال در تنظیم اسمزی]55[، تغییر در بیان ژن متالوتیونین]34[، مقدار هورمون کورتیزول]89[ و آسیبهای بافتی ]97[ گردد.
همانطور که گفته شد فاضلابهای صنعتی و شهری و پسابهای کشاورزی هرکدام حاوی مقادیر متنابهی فلزات سنگین هستند که این مواد پس از ورود به اکوسیستم آبی موجب آلودگی و تجمع در بدن موجودات آبزی میشوند]44[. سنجش فلزات سنگین موجود در آبزیان ممکن است تصویر بهتری از خطرهای متوجه انسان را نسبت به اندازهگیری آنها در محیط زیست فیزیکی یا گیاهان نشان دهد. برای ارزیابی میزان سمیت آلایندههای محیطی شاخصهای فیزیولوژیکی متفاوتی در ماهیها وجود دارد که از جمله آنها شاخصهای خونشناسی است. به دلیل اینکه سیستم گردش خون و محیط خارجی با یکدیگر در ارتباط هستند، متغیرهای خون شناسی برای تشخیص اثرات مواد سمی استفاده میشود. پارامترهای خونی غیرنرمال میتواند بیانگر نغییرات شرایط فیزیکی و شیمیایی آب باشد، لذا ماهی به عنوان یک شاخص هشدار دهنده در تشخیص حضور نامطلوب آلاینده در آب استفاده میشود]76[.
بافتشناسی نیز ارزیابی کاملی از سلامتی موجود زنده فراهم میکند و به طور موثری اثرات مواجهه با آلایندههای محیطی را انعکاس میدهد. لذا میتوان با بررسی بافتها، اثرات سمی فلزات سنگین را مورد مطالعه قرار داد. بافت آبشش، کبد، روده و کلیه ماهیان اندامهای مناسب برای مطالعات بافتشناسی در محیطهای آلوده به فلزات سنگین هستند]62[. از آنجا که آبششها اولین مکان بعد از پوست است که در معرض مستقیم سموم یا آلایندهها قرار دارند، بنابراین بررسی تغییرات ساختار آبشش شاخص مناسبی برای سموم یا آلایندهها است. آبشش ماهیها به عنوان اندام مبادله گاز، تنظیم اسمزی، تنظیم اسید-باز، دفع مواد زائد نیتروزنی و تنظیمات درونریز است و به دلیل داشتن سطح وسیع و لایه اپیتلیالی نازک، یکی از راههای جذب مواد سمی محیطی مانند کادمیوم است]37[.کبد نیز به عنوان بافت خونساز یکی از مهمترین بافتهای جانوری است که تحت تاثیر فلزات سنگین دچار عوارض نامطلوبی میگردد.با توجه به نقش کبد در سم زدایی و نگهداری هموستاز متابولیک بدن، میتوان از این بافت نیز به عنوان شاخص مناسبی در مطالعات بافت شناسی نام برد]31[.
از دیدگاه بومشناسی ماهیانی که دچار مسمومیت با فلزات سنگین هستند در حالتهای شدید احتمال خطر حذف جمعیت آنها وجود دارد. جذب کادمیوم از طریق آب در جانوران آبزی به عواملی همچون دمای آب، محتوای اکسیژن، pH آب و غلظت یونهای کلسیم و منیزیم موجود در آب بستگی دارد. از سوی دیگر، کادمیوم موجود در طعمهها میتواند نقش مهمی در تجمع این عنصر در بافتهای ماهی داشته باشد]9[.کادمیوم تقریباً درتمام بافتها واندامها مثل کبد، کلیه،آبشش و روده به نسبت بالاتر و در بافت ماهیچه به مقدار کمتر تجمع مییابد]75[. از سوی دیگر میتوان بیان نمودکه تغییرات بافت شناسی در مقایسه با تغییرات تولید مثلی و رشد و نمو حساستر است و زودتر هم رخ میدهد و به دنبال آن این عنصر باعث تغییرات هیستوپاتولوژیک در بافتهایی نظیر آبشش، کبد، کلیه و روده میگردد و نهایتاً فعالیت فیزیولوژیک آنها را مختل مینماید، در نتیجه ارزیابی بهتر از سلامت ماهی و اثرات آلودگی نسبت به پارامترهای بیوشیمیایی فراهم میکند. در صورت وجود یون کادمیوم در آب، ماهیان آبهای شیرین در مقایسه با ماهیان دریایی،کادمیوم بیشتری را طریق آبشش به درون بدن انتقال میدهند]90[. مطالعات نشان داده است،گرچه فاکتورهای محیطی نظیر دما، اکسیژن، شوری،pH و سختی نقش مهمی در تجمع فلزات ایفا میکند، اما تجمع فلزات سنگین در بافت عمدتاً به غلظت فلز موجود در آب و دوره قرارگیری در برابر آن بستگی دارد. نیازهای اکولوژیک، جنس، اندازه وپوست اندازی موجودات آبزی هم چنین درتجمع فلز در بافت اثردارند ]44[.
1-2 اهداف
در این پژوهش تلاش گردید تا اهداف زیر پوشش داده شود:
بررسی تاثیرات فلز سنگین کادمیوم بر برخی ویژگیهای خونشناسی ماهی نازک.
اندازهگیری مقادیر فلز سنگین کادمیوم در بافت آبشش.
ارزیابی تغییرات هیستوپاتولوژیک بافت آبشش و کبد در مواجهه با غلظتهای تحت کشنده کادمیوم در ماهی نازک.

-322525-1770656فصل دوم
کلیات و مرور منابع
2-1کلیات
نوسانات عوامل زیستی و غیر زیستی در تعادل و پایداری هر اکوسیستم نقش عمده ای دارند. وجود این عوامل در حد مطلوب، مفید بوده ولی کاهش یا افزایش زیاد آنها سبب بر هم زدن تعادل یا روابط موجود در محیط میگردد که این امر، تغییرات شدید در جمعیت موجودات زنده را به دنبال خواهد داشت. فلزات سنگین از جمله این عوامل میباشند که به طور طبیعی کمتر از ١ درصد از وزن بدن موجودات زنده را تشکیل میدهند و نوسانات غلظتی آنها سبب ناپایداری محیط و ایجاد اختلال در موجود میشود ]29[. با صنعتی شدن جوامع، حجم وسیعی از انواع مواد شیمیایی به محیط زیست وارد میشوند که این مواد از طریق فاضلاب ها، سیلابها،آبهای زیرزمینی و ورود مواد اتمسفری به اکوسیستمهای آبی راه یافته و در ستون آب و همچنین رسوبات بستر توزیع میشوند. بومسازگان آبی به دلیل تجمع غلظتهای بالای مواد شیمیایی، بهشدت حساس و آسیبپذیر شدهاند و در حقیقت این ورودی عظیم، آنها را به مخزن و انباری برای انواع مواد شیمیایی تنشزا و آلاینده تبدیل نموده است ]48[. علیرغم پیشرفتهای زیادی که در زمینه مدیریت تصفیه و پالایش مواد زائد در محیط زیست صورت گرفته، فلزات سنگین هنوز بهعنوان یک خطر جدی برای انسانها و سایر موجودات زنده محسوب میشود. زیرا این مواد بر خلاف سایر آلایندهها که میتوانند بهطورکامل بهواسطه باکتریها و میکروارگانیسمها تجزیه شده و از بین برود، قابلیت تجزیه زیستی ندارند و به نوعی غیر قابل تجزیه هستند]52[.
اندازهگیریهای شیمیایی فلزات سنگین در آب اگر چه بسیار حساس و دقیق است ولی اطلاعات جامع و کامل در مورد میزان قابلیت دسترسی زیستی فلزات سنگین ارائه نمیکند. از سوی دیگر کاربرد روشهای زیستی در پایش و ارزیابی آلودگی فلزات سنگین و بررسی اثرات آن بر آبزیان هدف سودمند است. در این راستا فاکتورهای زیستی در سطوح مختلف سلولی، تحت سلولی، بافت، فرد، جامعه و اکوسیستم قابل بررسی هستند. استفاده از ماهی به عنوان یک شاخص زیستی در برنامههای پایش آلودگی در اکوسیستمهای آبی در سطح گسترده سفارش میشود. سم شناسی (توکسیکولوژی) که علم مطالعه اثرات نامطلوب مواد شیمیایی تعریف میشود، از قدمت زیادی برخوردار است و در گذشته بیشتر پیرامون درک اثرات سموم بر انسان متمرکز بوده ولی امروز از دو جنبه پزشکی و زیست محیطی مد نظر است و بخش زیستمحیطی با فون و فلور موجود در محیط، جمعیتها، جوامع و نیز بومسازگان حمایت کننده آنها سروکار دارد و اغلب برای بیان اثرات مواد شیمیایی بر بومسازگان و به عبارت دقیقتر، اثرات آلایندههای شیمیایی بر فون و فلور طبیعی تعریف میشود. برای فهم اثرات ایجاد شده بر سطوح مختلف سازمان زیستی و در حجم وسیعی از موجودات زنده، باید یافتهها و نتایج حاصل از انواع مطالعات صورت گرفته بین گونههای مختلف، مورد تفسیر قرار گیرد.ماهیان در مباحث سمشناسی هر دو جنبه انسانی و محیطی از اهمیت بهسزایی برخوردار هستند. ماهیان متنوعترین و پرتعدادترین مهرهداران انواع بومسازگان آبی هستند که سطوح مختلف زنجیره غذایی را اشغال نمودهاند. با توجه به طویل بودن زنجیره غذایی آبی و نیز وجود اغلب ماهیان بهعنوان مصرفکنندگان ثانویه یا نهایی در این زنجیره، غلظت بالاتری از آلایندههای پایدار در بدن آنها مورد انتظار است که این موضوع از جنبه سلامت انسانی نیز حائز اهمیت است]9[.
2-2 فلزات سنگین
عناصر سنگین در مقابل اکثر آلایندهها در محیط زیست از بین نرفته و یک چرخه اکولوژیک را طی میکنند که از این طریق منابع آبی را تهدید میکنند. معمولاً بالاترین غلظت فلزات سنگین در محیطهای آبی و در رسوبات بستر محیط آبی یافت میشوند. بنابراین آگاهی از غلظت فلزات سنگین و پراکندگی آنها در رسوبات و بدن موجودات آبزی میتواند نقش اساسی در منابع آلودگی در سیستمهای آبی ایفا کنند. علاوه برکربوهیدراتها، لیپیدها، اسیدهای آمینه و ویتامینها برخی از فلزات سنگین برای فعالیت بیولوژیکی سلولها ضروری است. برخی از فلزات مانند آهن برای زندگی جنبه حیاتی داشته و گروهی دیگر مانند مس و روی به مقدار جزئی برای فعالیت آنزیمها ضروری هستند]22[. براساس میزان و شدت سمیت، فلزات سنگین به سه گروه سمیت ملایم، متوسط و شدید تقسیم میشوند. مهمترین فلزات با سمیت ملایم آلومینیوم، آهن، آرسنیک، کروم و منگنز، فلزات با سمیت متوسط شامل کادمیوم، روی، سرب و نیکل و فلزات دارای سمیت شدید نظیر مس، جیوه و نقره دارای کشندگی زیاد در ماهیان هستند جدول (2-1، 19). به طور کلی فلزات سنگین موجود در محیط زیست یک خطر بالقوه برای موجودات زنده به شمار میآیند. انسان و موجودات همیشه در معرض آلودگی با فلزات سنگین هستند، اینگونه فلزات با ترکیبات ضروری بدن از قبیل اکسیژن، گوگرد و ازت به صورت گروههایی از قبیل S-S، SH، OH، COO و COOH پیوند برقرار میکنند. بیشتر ترکیبات ضروری بدن از جمله آنزیمها و پروتئینها دارای چنین گروههایی است در نتیجه فلزات سنگین موجب وقفه فعالیت آنزیمها و اختلال در سنتز ترکیبات ضروری بدن میشوند ]61[.
جدول2-1 انواع فلزات سنگین و شدت سمیت آنها ]19[.
عناصر ماکرونوترینت (پرمصرف) کبالت(Co)، مس(Cu)، روی (Zn) و آهن(Fe)
عناصر میکرونوترینت (ریز مغذی) نیکل(Ni)، کروم(Cr)
عناصر با سمیت بالا کادمیوم(Cd)، سرب(Pb) و جیوه (Hg)
عناصر با سمیت حاد نقره(Ag)، طلا(Au) و پلاتین(Pt)
فلزات سنگین تغییراتی بنیادی در اکوسیستم های طبیعی ایجاد مینمایند. ورود فلزات سنگین به دریا در غلظتهای غیر معمول عمدتاً با کاهش تنوع گونهای، تولیدمثل و جمعیت موجودات آبزی همراه است. در بدن انسان نیز باعث بروز اختلالاتی در فعالیتهای حیاتی میگردد. مکانیسم سمیت فلزات سنگین، بر بدن ماهیان بسته به نوع فلز متفاوت است. فلزات سنگینی همچون کادمیوم، سرب، مس و به خصوص جیوه قادرند به اکثر ارگانیسمها حتی در غلظتهای خیلی پایین آسیب وارد کنند. بیشتر فلزات تمایل شدیدی به آمینواسیدها و گروههای سولفیدریل و پروتئینها دارند و به این دلیل به عنوان سموم آنزیمی عمل میکنند ]9[.
یکی از عمدهترین منابع تولیدکننده این عوامل سنگهای معادن و غبارهای آتشفشانی است ولی در کنار اینها انسان خود به اشکال مختلف مانند صنایع رنگرزی، آبکاری فلزات و باطریسازی در انتشار فلزات سنگین نقش دارد. حضور این عوامل در محیط زیست در دراز مدت منجر به کاهش توان تولید مثلی آبزیان، مشکلات تنفسی و عصبی شده و در ضمن با توجه به تجمع آن در بدن (تجمع زیستی) و انتقال آنها به مصرفکنندگان بعدی از جمله انسان میتواند عوارض غیر قابل جبرانی را ایجاد نماید (شکل2-1) ]47[.
1323395-94173 چرخه تجمع زیستی
00 چرخه تجمع زیستی

شکل 2-1 چرخه زیستی فلزات سنگین در موجودات زنده]47[.
2-2-1منشأ فلزات سنگین
این فلزات جزء عوامل متشکله طبیعی آب دریاها میباشند و مقادیر فراوانی از آنها به صورت طبیعی از طرق متنوعی مانند فرسایش سنگهای معادن، باد، ذرات غبار، فعالیتهای آتشفشانی، رودخانهها و آبهای زیرزمینی وارد دریا میشوند. ولی آنچه مسئلهساز است افزایش منطقهای این فلزات به واسطه فعالیتهای صنعتی انسانی مانند افزایش پسابها و ضایعات صنعتی کارخانجات،آلودگیهای نفتی، سموم، دفع آفات است، این آلایندهها از یک طرف باعث کاهش اکسیژن محلول در آب شده و ازطرف دیگر دارا بودن سموم اثر مستقیمی بر روی ماهیها داشته و باعث تلفات آنها میشود. آبی که از مناطق آبخیز یا بستر رودخانهها عبور میکند، سنگهای معدنی یا مواد محلول را با خود انتقال داده و باعث مسمومیت ماهیان قسمتهای پائین رودخانه میشوند. این روند سبب شده است که قسمتهای مشخصی از نهرها، دریاچهها یا سایر آبها از ماهی تخلیه شوند. از موارد دیگری که سبب آلودگی آبها میشوند میتوان از صنایع استخراج سنگ فلزات نام برد که طی بهره برداری از معادن، آب زهکشی آنها دارای مقادیر زیادی فلزات سمی است. pH بعضی از این آبها به مقدار کمی اسیدی است و سبب افزایش حلالیت فلزات میشود به عنوان مثال آب زهکشی معدن زغال سنگ به دلیل اسیدیته زیاد فلزات موجود در بستر معدن را در خود حل میکند. بررسی برخی راههای ورود فلزات به محیط زیست، به دلیل ورودیهای طبیعی بسیار بزرگ ناشی از فرسایش صخرههای حاوی مواد معدنی، گرد و غبار همراه باد، فعالیت آتشفشانی و آتش سوزی جنگلها، بسیار دشوار است به دلیل تنوع بسیار زیاد در استفاده از این عناصر، آلودگی محیط زیست و اکوسیستمهای آبی توسط آنها ممکن است از راههای بسیار متنوعی صورت گیرد. یک مسیر بسیار مهم برای ورود فلزات سنگین به دریا از طریق اتمسفر است ]9[.
2-2-2 اثر فلزات سنگین بر سلامت آبزیان
امروزه با صنعتی شدن اکثر شهرها و ایجاد کارخانهها در مناطق شهری و عدم استفاده صحیح از سیستم فاضلاب در اکثر کارخانهها این آلایندهها بخش اعظم محیط زیست موجودات زنده را تهدید می کنند به طوری که حتی باعث نابودی برخی از گونههای جانوری و گیاهی در چنین مناطقی شدهاند و این موضوع در سالهای اخیر اکثر محققین را بر آن داشته تا از موجوداتی از خود اکوسیستم استفاده کرده و با کمک آنها میزان این آلاینده ها را محاسبه نمایند. این موجودات معمولاً نسبت به میزان این آلودگیها حساس بوده و برای از بین بردن اثر سمی این مواد، آنها را در بدن خود انباشته می سازند که این خود می تواند کمک ارزنده ای برای محاسبه دقیق این مواد باشد.
اثرات این نوع آلایندهها را می توان به سه دسته حاد (تغییرات مورفولوژیکی) ، تحتحاد (تغییرات هیستوپاتولوژیک) و مزمن (تغییرات ژنتیکی) دسته بندی کرد]19[. موجودت آبزی به لحاظ تنوع و گستردگی بیشمار و قرارگیری مداوم در معرض آلایندههای فلزات سنگین و نیز مشابهت ساختار فیزیولوژیکی با سایر مهرهداران از جمله بهترین شاخصهای زیستی برای ارزیابی اثرات آلودگی به فلزات سنگین هستند. اثرات حاد به اثراتی اطلاق می شود که در زمانی حدود 24، 48، 72 یا 96 ساعت ظاهر شوند. اثرات تحت حاد به اثراتی اطلاق می شود که به مدت زمان بیشتری مثلاً چند هفته یا چند ماه برای آشکارشدن نیاز دارند. اثرات مزمن، هر اثری از ماده آلاینده را گویند که بر روی یک موجود زنده یا نسلهای بعد از آن تاثیرات خود را حفظ می کند. توانایی موجودات برای جذب، تجمع، برداشت یا سمزدایی فلزات سنگین بهطور اساسی متفاوت است.گونههایی که دارای مقادیر مشخصی از متالوتیونئینها و لیزوزومها باشند میتوانند سمیت این فلزات را از بین ببرند. اگر محتوای فلزات سنگین زیاد باشد، سمیت آنها افزایش مییابد زیرا توانایی متالوتیونئینها و لیزوزومها برای از بین بردن اثر سمی آنها محدود است]34[. ماهی به عنوان یکی از مهمترین مواد غذایی در جهان به ویژه برای مردمی که در حاشیه دریاها زندگی میکنند محسوب میشود. متخصصان تغذیه برای بهرهمندی از مزایای سلامتی توصیه میکنند که مردم ماهی را در زنجیره غذای خود بگنجانند اما با توجه به قابلیت تجمع فلزات در بافتهای بدن ماهیان ملاحظات ویژهای در مصرف آنها باید لحاظ شود. به طور کلی اطلاعات در زمینه آلایندهها در مورد ماهیهای تجاری در دسترس عموم مردم نیست. بنابراین ضرورت دارد که اطلاعات در مورد سطوح آلاینده در ماهی از مناطق خاص ارائه شود. اطلاعات در زمینه شناسایی دقیق گونهها، محل جمعآوری، سطوح مجاز آلایندهها در ماهیهای مناطق خاصی از جهان میتواند به مردم اجازه دهد که تصمیمات آگاهانه بگیرند که با مصرف ماهیان مناسب کمترین مقدار فلزات را به بدن برسانند]47[.
بررسی اثرات فلزات سنگین در اکوسیستم های آبی به علت جابجائی اکثر گونه های آبزی و از طرف دیگر رابطه نزدیک بین رسوبات آلوده با آبهای آلوده و عدم تمایز اثرات این دو بسیار مشکل است. موجودات آبزی را میتوان به گروه گیاهان، بیمهرگان و ماهیها تقسیم کرد. به دلیل حساسیت گونههای مذکور به تغییر شرایط زیستی، ورود فلزات سنگین (در غلظت های غیرمعمول) عموماً با کاهش تنوع گونهای، تولیدمثل و نیز کاهش جمعیت موجودات آبزی همراه است. اعضای پایینتر زنجیره غذایی مانند پلانکتونها میتوانند فلزات سنگین را در خود ذخیره نمایند و زمانیکه پلانکتونها توسط گیاهخواران یا گوشتخوارهای بالاتر زنجیره غذایی خورده میشوند، این فلزات به آنها منتقل میشود]9[.
2-3 کادمیوم، منشاء و منابع آن در محیطزیست
کادمیوم عنصری با عدد اتمی 48 و جرم اتمی 4/112 متعلق به گروه دوم عناصر واسطه است که به آسانی توسط چاقو بریده میشود. این ماده در سال 1817 توسط استرومایر در آلمان کشف شد. کادمیوم از جمله عناصر فلز سنگین (با وزن مخصوص بیش از 5 گرم بر سانتیمتر مکعب)، نادر وکمیاب محسوب میشود. به عنوان نمونه مقادیر کادمیوم در آب رودخانهها 1/1 الی 5/13 نانو گرم بر لیتر]91[ و در آب دریا کمتر از 1/0 میکروگرم در لیتر گزارش شده است]70[. کادمیوم دارای نمکهای مختلفی است، که برخی از آنها همانند سولفید و اکسید دارای حلالیت کمی در آب هستند، این در حالی است که نمکهای کلراید، بروماید، یدات، سولفات و نیترات دارای حلالیت خوبی در آب است. این عنصر به آسانی در اسید نیتریک محلول ولی در اسید کلریدریک و اسید سولفوریک به کندی حل میشود]63[. حلالیت کادمیوم در آب تحت تأثیر عواملی نظیر نوع ترکیبات و pH آب است. کادمیوم بطور یکنواخت در پوسته زمین یافت میشودکه در آبهای سطحی طبیعی عمدتاً به فرم دو ظرفیتی دیده میشود که شامل ترکیبات آلی و غیر آلی است]9[. حداکثر غلظت مجاز کادمیوم در پسابهای صنعتی تصفیه شده قابل تخلیه به آب پذیرنده 25/0 میلیگرم بر لیتر و حداکثر غلظت مجاز کادمیوم در آب شرب 005/0میلیگرم بر لیتر است]9[. این مقادیر میتواند تحت تاثیر عوامل درونی مانند گونه ماهی و یا سن ]108،106[ چرخه رسیدگی جنسی، بیماری]106[ یا سایر شرایط بیرونی باشد.
کادمیوم برای ماهیان به شدت سمی است و تجهیزات فلزی که با کادمیوم پوشیده شدهاند نباید برای حوضچههای نگهداری ماهی استفاده شوند. به علاوه رنگهایی را که حاوی کادمیوم هستند نباید به منظور رنگآمیزی حوضچهها مصرف کرد]9[. این فلز از طریق فعالیتهایی همچون حفاری معادن، صنایع فلزی، صنایع خودرو، صنایع شیمیایی، آبکاری فلزات، کودهای سوپر فسفات، آفتکشهای حاوی کادمیوم و نیز تولید برخی از آلیاژهای فلزی، باطری سازی به محیط زیست وارد میشود]42[. ترکیبات آلی کادمیوم در ساخت PVC استفاده وسیعی پیدا کرده است که به دلیل افزایش مقاومت پلیمر به حرارت، نور و زایل شدن رنگ است. از دیگر موارد عمده کاربرد این فلز در صنایع میتوان به استفاده از آن به عنوان کاتالیزور در واکنشهای پلیمری اشاره کرد. کادمیوم همچنین به عنوان ثابت کننده و رنگدانه در پلاستیکها، آبکاری و لحیم کاری و سایر آلیاژها و نیز در باتریهای نیکل-کادمیوم مورد استفاده قرار میگیرد]47[. در حضور کادمیوم در غلظتهای بیشتر از 3 میلیگرم در لیتر، انتقال اکسیژن در آبشش دچار نقصان میکند. اثر کادمیوم میتواند سرعت جذب کلسیم را از روده، حتی در آبهای شور که حاوی کلسیم زیاد هستند، کاهش دهد]9[. از لحاظ پاتولوژیک کمخونی مهمترین علامت مسمومیت ماهیان با اغلب فلزات سنگین مانند کادمیوم است ]23[. کاهش کلسیم و افزایش قند و منیزیم خون نیز از دیگر اثرات مسمومیت ماهیان با کادمیوم است. سمیت کادمیوم و ذخیره آن با کمبود روی افزایش مییابد. میزان مناسبی از روی میتواند از آسیب بافتها جلوگیری کند.کادمیوم نیز بر روی مؤثر بوده و میتواند در مقدار روی مورد نیاز تداخل نموده و از واکنشهای آنزیمی و جذب مواد غذایی جلوگیری کند. کادمیوم ممکن است به عنوان کاتالیزور در واکنشهای اکسیداسیون شرکت کند و باعث ایجاد آسیب به بافتهای اصلی شود. غلظت مجاز کادمیوم برای آبزیان حداکثر 5/1 میکروگرم در لیتر است]9[.
2-4 مسیرهای جذب
فلزات در شرایط متفاوت محیطی به طرق مختلف جذب بدن ماهی میشوند. سطوح مختلف بدن ماهی که در تماس با محیط قرار دارند ممکن است محلی برای انتقال، رسوب و تجمع فلزات سنگین باشند. این سطوح شامل پوست، آبشش، روده و بویایی است. مسیر جذب فلزات سنگین و مکانیسم انتقال آنها به بدن ماهی به عوامل مختلفی وابسته است که شکل شیمیایی فلز(یونی یا نمکهای آنها) در تعیین این مسیر بسیار مهم است. در اغلب مطالعات بیشترین مکانیسم شناخته شده در مهرهداران پست مانند ماهی، انتقال فلزات سنگین به وسیله سلولهای کلراید از گذرگاه آبشش است. کادمیوم میتواند از طریق کانال کلسیمی وارد سلول شود. این امر به دلیل شباهت شیمیایی این عنصر با کلسیم است. به هر حال هنگامی که فلزات وارد بدن ماهی میشوند با ترکیبات آلی و مواد آنزیمی واکنش داده و پس از اتصال به پروتئینها به کمک گردش خون جابجا میشوند. عمدهترین پروتئینی که در سلول به فلزات سنگین اتصال مییابد متالوتیونین (اتصال پروتئینی به نام آپوتیونین به فلزات سنگین که در تمامی بدن حضور دارد و سرشار از اسید آمینه سیستئین است) است. فلزات سنگین توانایی وادار کردن سلولها به رونویسی ژنهای متالوتیونین دارند. به نظر میرسد که مسوولیت اصلی سمیتزدایی ماهیان از فلزات سنگین به عهده این پروتئین است]9[.
2-5 آبشش
آبشش ماهیان به عنوان یکی از حیاتیترین اندامها محسوب میشود که علاوه بر تبادلات گازی نقش مهمی در تنظیم اسمزی به عهده دارد. لذا مطالعه تاثیر فاکتورهای محیطی بر ساختار و عملکرد آن از اهمیت بالایی برخوردار است. فاکتورهای محیطی نظیر شوری، pH و آلایندههای صنعتی با تاثیر با بافت آبشش، عملکرد آن را تحت تاثیر قرار میدهند ]63[. آبشش مهمترین مسیر در جذب این فلزات محسوب میشود. آبششها بعد از پوست اندام بعدی است که به طور مستقیم تحت تاثیر آلایندهها آسیب میبیند که این مسئله در ماهیها به خوبی نشان داده شده است. آبششهای ماهیان دارای عملکرد مختلفی همچون تبادل گازهای تنفسی، تنظیم اسمزی، دفع نیتروژن و تعادل اسید باز میباشند و به جهت این عملکردها، دارای ویژگیهای خاصی بوده که در تبادل مواد شیمیایی سمی بین ماهی و محیط، اثرگذار هستند. گفته شده است در ماهیان جذب کادمیوم در وهله اول از طریق آبششها و روده انجامپذیر است. اثبات شده است که اکثر کادمیوم موجود در آب به صورت کلراید به وسیله ماهی جذب میشود، در حالی که کادمیوم جذب اندکی از طریق غذا دارد. اولین دو کمان آبششی، 5/1 تا 3 برابر بیشتر از دو کمان آبششی انتهایی، کادمیوم را جذب میکنند. همچنین سرعت جذب فلزات به داخل بافت آبششی نسبت به میزان متابولیسم و وزن ماهی متفاوت است. بنابراین ماهیان کوچکتر فلزات سنگین را با سرعت بیشتری نسبت به ماهیان بزرگتر جذب میکنند، چرا که در ماهیان کوچکتر، آب با سرعت بیشتری از میان آبشش جریان دارد. همچنین در شرایط کم اکسیژنی، ورود کادمیوم به آبششها افزایش مییابد ]9[.
2-6کبد، روده و کلیه
با توجه به اهمیت کبد (بهعنوان غده اصلی در دستگاه گوارش ماهیان) در سم زدایی و نگهداری هموستاز متابولیک بدن و نیز نقش کلیدی آن در سنتز پروتئینهای پلاسما و همچنین اندام هدف اولیه گزنوبیوتیکها و انباشت آنهاا، بهعنوان یکی از اندامهای مورد مطالعه در این تحقیق استفاده شده است. ﻣﺮاﻛﺰ ﺧﻮنﺳﺎز ﻳﻜﻲ از ﻣﻬﻤﺘﺮﻳﻦ ﺑﺎﻓﺖ ﻫﺎی ﺟﺎﻧﻮری اﺳﺖ ﻛﻪ ﺗﺤﺖ ﺗﺎﺛﻴﺮ ﺳﻤﻮم دﭼﺎر ﭘﻴﺎﻣﺪﻫﺎ و ﻋﻮارض ﻧﺎﻣﻄﻠﻮﺑﻲ میگردد. ﻳﻜﻲ از مهمترین بخشﻫﺎی ﻣﺮاﻛﺰ ﺧﻮن ﺳﺎز در ﻣﺎﻫﻴﺎن، ﻣﺮاﻛﺰ ﻣﻼﻧﻮﻣﺎﻛﺮوﻓﺎژی اﺳﺖ ﻛﻪ ﻣﻌﻤﻮﻻ در اﻧﺪامهای ﻣﺨﺘﻠﻒ ﻣﺎﻫﻴﺎن اﻋﻢ از ﻛﻠﻴﻪ، ﻛﺒﺪ و ﻃﺤﺎل ﻳﺎﻓﺖ میﺷﻮد. اﻓﺰاﻳﺶ اﻧﺪازه و ﺗﻌﺪاد ﻣﺮاﻛﺰ ﻣﻼﻧﻮﻣﺎﻛﺮوﻓﺎژ بهخصوص در کبد و کلیه ﻳﻜﻲ از ﻣﻬﻤﺘﺮﻳﻦ ﺷﺎﺧﺺهای زﻳﺴﺘﻲ ﻣﻮرد اﺳﺘﻔﺎده در ﺗﺸﺨﻴﺺ ﺷﺮاﻳﻂ اﺳﺘﺮس زا و ﺑﻴﻤﺎریهای ﻋﻔﻮﻧﻲ اﺳﺖ ]36[. روده ماهیان دارای سلولهای مخطط (ریزپرز) و سلولهای جامی شکل است که در عمل جذب و ترشح دخالت دارند. از سوی دیگر رودهها با داشتن سلولهای گرانولا دئوزینوفیلیک ویژگی پاک کنندگی دارد و ارتباط تنگاتنگی با ایمنی ذاتی و التهابی دارد ]37[. جذب کادمیوم در دستگاه گوارش در تمام بخشهای روده (قدامی، میانی و خلفی) و همچنین معده رخ میدهد. ترکیبات فلزی که با مواد آلی اتصال یافته و ماهی آن را بلعیده، با مکانیسم اندوسیتوز در روده جذب میشوند. روده یکی از راههای اصلی عبور مواد سمی و یکی از مهم ترین بافت هایی است که در تماس مستقیم با مواد سمی است. هر نوع آسیب به بافت پوششی روده میتواند به عنوان شاخصی از سمیت گزنوبیوتیکها و آلاینده های محیطی باشد. کلیه ماهیان اندامی ترکیبی از عناصر خونساز، بیگانهخوارها، درون ریز و دفع است. در ماهیان بخش قدامی (کراینال) واجد انواع بافتهایی است که نقش انحصاری خونسازی دارند، که مراکز ماکروفا‍ژ نیز در آن وجود دارند. اما بخش تحتانی کلیه دارای لولههای کلیوی بیشتری است و بعنوان اندام تنظیم اسمزی و تا حدی دفعی عمل میکند. لذا بررسی بافت شناسی کلیه ماهیان تحت تاثیر آلایندهها بسیار مهم است ]94[.
2-7 سایر مسیرهای جذب
مسیرهای جذب دیگر در هنگام تماس ماهی با Cd 2+ محلول در آب، پوست و اپیتلیوم بویایی است. در صورت افزایش غلظت بیش از حد طبیعی فلزات سنگین در آب، اولین اندام ماهی که دچار آسیب میشود، لایه موکوس پوست است که با نابودی آن فعالیت حیاتی ماهیان به مخاطره میافتد. جذب Cd 2+ از طریق پوست در مقایسه با آبشش و روده نسبتا به مقدار کمی رخ میدهد. این فلز یونی به آسانی از اپیتلیوم بویایی از طریق مسیرهای جذب کلسیم عبور میکند و در پیاز بویایی تجمع مییابد. یون کادمیوم در مناطق مغزی تجمع نمییابد و به نرونهای مرکزی وارد نمیشود ]63[.
2-8 تاثیر متقابل فلزات سنگین بر یکدیگر
از میان فلزات سنگین فلزاتی مانند سرب و کادمیوم زنوبیوتیک هستند به این مفهوم که این عناصر برای متابولیسم بدن مورد نیاز نیستند و حتی مقادیر کم آنها نیز برای بدن مضر است. مهم ترین اثر سوء مصرف کادمیوم در انسان بیماری ایتایی ایتایی است که اولین بار به علت مصرف برنج آلوده به این فلز در ژاپن گزارش شد .از دیگر اثرات سمی این فلز میتوان به تخریب بافت کلیه اشاره کرد. از اثرات مخرب فلز سرب نیز میتوان به آسیب جدی به سیستم عصبی مرکزی و محیطی اشاره نمود. اما دسته دیگر فلزات سنگین عناصری هستند که به مقدار کم برا ی بدن مورد نیاز است و در واقع مقادیر بالاتر از حد استاندارد آنها میتواند منجر به اثرات سوء گردد که مس و روی از این دسته میباشند. در اغلب شرایط، فاضلاب صنایعی که به داخل یک اکوسیستم آبی تخلیه میشوند، دارای فلزات سنگین متنوعی است. وجود یونهایی مثل کلسیم، منیزیم، سدیم، منگنز و سولفور نیز بر میزان سمیت فلزات سنگین مانند کادمیوم، مس، روی، جیوه به راههای گوناگون تاثیر میگذارند. فلزات سنگین بسته به غلظت، اثر تقویت کنندگی یا تضعیف کنندگی بر میزان سمیت یکدیگر دارند. نشان داده شده است که وجود کلسیم باعث کاهش و به حداقل رساندن سمیت کادمیوم و روی میشود ]9[. دانشمندان در تحقیقات خود به این نتیجه رسیدهاند که سمیت مخلوط مس و روی در ماهیان جوان تاثیر کشندهتری نسبت به هریک از فلزات فوق به طور انفرادی دارد. به علاوه حضور این دو عنصر منجر به افزایش تولید متالوتیونین در کلیه،کبد وآبشش ماهی میشود، در حالی که هریک از فلزات فوق به تنهایی قادر به تحریک تولید متالوتیونین به همان میزان نیستند]72[.
2-9 عوامل موثر در قابلیت دسترسی ماهیان به فلزات سنگین
عوامل موثر در قابلیت دسترسی بسته به شکل شیمیایی آن(یون آزاد، ترکیب با مواد معدنی یا ترکیب با مواد آلی)، حضور یا عدم حضور سایر فلزات، ویژگیهای فیزیکوشیمیایی آب نظیرpH، ترکیبات آلی، سختی، شوری، دما و اکسیژن محلول و مرحله زیستی ماهی(تخم، لارو، بچه ماهی، مولد) جنس و ویژگیهای زیستی آن تغییر میکند ]9[.
2-10مسمومیت
مسومیت عبارت است از بهم خوردن تعادل فیزیولوژیکی، فیزیکی و یا روانی موجودات زنده که در اثر ورود و تماس ماده خارجی سمی به بدن رخ میدهد. بروز مسمومیت با ظاهر شدن علایم خارجی همراه است و شدت آن بستگی به نوع ماده سمی و مقدار آن و همچنین طول مدت تماس با آن دارد. مسمومیت بر اساس زمان بروز انواع مختلف دارد. مسمومیت حاد، مسمویتی چند ساعت تا چند روز پس از تماس با ماده سمی است. در این نوع مسمومیت معمولاً ماده سمی یکباره به مقدار زیاد با موجود تماس پیدا میکند. مسمومیت مزمن، مسمومیتی چندین ماه تا چند سال پس از تماس با ماده سمی ایجاد میشود. در این نوع مسمومیت معمولاً ماده سمی به مقدار کم یا جزئی در دفعات متعدد و در مدت زمان طولانی به موجود میرسد و آثار و علایم آن نیز به کندی و پس از گذشت زمان نسبتاً طولانی ظاهر میگردد. به علت جزئی بودن ماده سمی و عدم بروز یکباره عوارض، مسمومیت مزمن ممکن است مدتی طولانی مخفی بماند. مسومیت تحت حاد مسمومیتی چندین هفته تا چند ماه پس از تماس با ماده سمی ایجاد میشود]48[.
2-11مسمومیت و بیماریهای ناشی از کادمیوم در ماهیان
بیشتر اندامهای ماهی در برابر مسمومیت با فلزات سنگین حساساند و در این میان آبشش به دلیل نقش آن در تنفس و تعادل اسمزی، کبد به دلیل اینکه عضو اصلی در سوخت و ساز بدن است و کلیه به دلیل اینکه عضو اصلی در دفع مواد مضر است، صدمات اصلی را تحمل میکنند] 7[.گرچه مقادیر جزئی از فلزات موجود در آبها دارای منشاء طبیعی هستند، اما مقادیر بیشتر آنها که ناشی از آلودگیهای طبیعی و صنعتی هستند، باعث ایجاد مسمومیت در ماهیان میگردند. مسمومیت ماهیان ناشی از فلزات سنگین، موجب تحمیل استرس مزمن به ماهیان شده و تحمیل استرسهای اضافی، مانند عفونتها، موجب مرگ سریع آنها میگرد این عنصر فلزی سنگین و غیرضروری برای ماهی است که در صورت ورود به بدن ماهی، به طور عمده در آبشش و کلیه و به میزان کمتری در کبد تجمع مییابد. تجمع کادمیوم در آبشش باعث افزایش تعداد سلول های کلراید در اپیتلیوم آبششی میشود. همچنین تولید موکوس در سطح بدن آن گروه از ماهیانی که در معرض کادمیوم هستند افزایش مییابد و به تعداد سلولهای تولید کننده موکوس در روده و آبشش افزوده میگردد]9[. تجمع کادمیوم در آبشش باعث جدا شدن لایههای مخاطی از آبشش میشود، که پس از آن هایپرتروفی و هایپرپلازیا لایه درونی اپیتلیوم اتفاق میافتد. آسیبهای پاتولوژیکی در کلیه، روده و دستگاه تنفسی در مسمومیت با کادمیوم نیز رخ میدهد و در نهایت ماهی در نتیجه آسیبهای سیستم تنفسی و عصبی میمیرد]80[. زمانی که کادمیوم وارد بدن ماهی میشود، باعث جلوگیری از فعالیت آلکالین فسفاتتاز و آدنوزین تری فسفاتاز کلسیم میشود، در صورتی که فعالیت آلکالین فسفاتاز زا افزایش میدهد. کاهش کلسیم و افزایش قند و منیزیم خون از دیگر اثرات مسمومیت ماهیان با کادمیوم است. آسیب به لولههای پروکسیمال کلیه و تحریک میتوکندری و افزایش فعالیت شبکه آندوپلاسمی نیز جز اثرات آسیب شناسی مسمومیت با این عنصر هستند. بسیاری از این اثرات منجر به اختلال در سوخت و ساز طبیعی کلسیم میگردند. کادمیوم سطوح کلسیم و کلر و پتاسیم سرم را پایین میآورد که شاید به خاطر کاهش جریان کلسیم از آبششها به خون باشد. علت آن رقابت کادمیوم با کلسیم برای یافتن مکانهایی روی پمپهای کلسیم در آبششها است ]98[.
اثبات شده است که کادمیوم سوخت و ساز کلسیم را در ماهیان آب شیرین حتی نسبت به ماهیان آب شور به میزان بیشتری تحت تاثیر قرار میدهد. کلسیم پلاسما طی یک هفته در معرض قرارگیری قزلآلای رنگینکمان Oncorhynchus mykiss با کادمیوم با غلظت 3/0 میلیگرم در لیتر، تقریباً تا 50% کاهش مییابد و پژوهشگران به این نتیجه رسیدهاند که ماهی در مراحل اولیه زندگی به کادمیوم حساسیت بیشتری دارد ]9[. به نظر میرسد که کادمیوم تنها سبب تغییرات آرام در تنظیم اسمزی میشود. اما مشخص شده است که تنظیم برداشت و دفع برخی یونها مانند کاتیونهای دو ظرفیتی در جریان تعادل اسمزی از کادمیوم متاثر میگردد. مسومیت ماهی با کادمیوم منجر به کاهش سدیم خون میشود. اما حجم سدیم و پتاسیم و آب در ماهیچههای آن افزایش مییابد. پژوهشگران معتقدند که این تغییرات به افزایش جذب آب از محیط و آب تجمع یافته در مایع خارج سلولی مرتبط است]9[.
از لحاظ پاتولوژیک کمخونی مهمترین علامت مسمومیت ماهیان با اغلب فلزات سنگین مانند کادمیوم است.کادمیوم اثرات محسوسی بر ویژگیها و شاخصهای خون شناسی نظیر شمارش گلبولهای قرمز ، شمارش گلبولهای سفید ، میزان هموگلوبین و هماتوکریت میگذارد که بهطور مثال مسمومیت این فلز منجر به کاهش تعداد گلبولهای سفید در گربه ماهی آب شیرینClarias gariepinus شد. همچنین افزایش تعداد و اندازه گلبول قرمز و افزایش مقادیر هماتوکریت در ماهی استرلیاد Acipencer ruthenus گزارش شده است]22[. مسمومیت با فلز سنگین روی در گربه ماهی آب شیرینHeteroclarias sp. منجر به افزایش لنفوسیتها و کاهش بازوفیلها و نوتروفیلها شد]92[. تکامل جنینی در برخی ماهیان نیز تحت تأثیر کادمیوم دچار نقص میشود و مجاورت طولانی ماهی با کادمیوم منجر به بروز اثرات اختصاصی خواهد شد که عمدهترین آن تأثیر بر اندامهای تناسلی است]48[.

2-12 مرور منابع
در سالهای اخیر توجه زیادی به اثر فلزات در محیط زیست شده است. به طوریکه امروزه فلزات سنگین جزء مهمترین آلایندههای منابع آبی کره زمین به شمار میآیند.
در مطالعه ریاحی بختیاری (1380) میزان و نحوه تغییرات فلزات ) Cd، (Pbدر بافتهای آبشش، عضله و امعأ و احشای برخی از گونههای ماهی رودخانه هراز، سیاه ماهیCapoeta capoeta ، ماهی سفید رودخانهای Leuciscus cephalus، ماهی کاراس Carassius auratus، ماهی خیاطه Alburnoides bipunctaus و قزلآلای رنگینکمان Oncorhynchus mykiss مورد بررسی قرار گرفت. میزان جذب و تجمع سرب و کادمیوم در بافتهای مختلف هریک از گونهها به طور مجزا متفاوت و معنیدار بوده و همچنین میانگینهای غلظت سرب و کادمیوم در شش گونه مورد مطالعه نیز تفاوت معنی داری نشان دادند]16[.
شجیعی (1381) با بررسی اثر کادمیوم بر پارامترهای خون شناسی در ماهی کپور معمولی نشان دادند که در غلظت 0 تا 55 میکروگرم در لیتر کادمیوم، اختلاف معنیداری در میزان شمارش گلبول قرمز و سفید و همچنین در میانگین مقادیر مختلف یونهای Mg+2، K+، Cl-، Na+، Ca+2 در خون مشاهده شد. او بیان داشت که در ماهی کپور معمولی، تغییراتی در تعادل یونی خون بر حسب غلظت و زمان در معرض قرارگیری یون کادمیوم در آب ایجاد میگردد]21[.
در مطالعهای که توسط ابطحی و همکاران (1384) در سواحل جنوبی دریای خزر انجام شد، غلظت پنج فلز شامل سرب(Pb)، نیکل(Ni)، کادمیوم(Cd)، مس(Cu) و وانادیوم (V) در بافتهای ماهی ازون برون Acipenser stellatus بررسی شد. نتایج حاصله نشان داد که تجمع فلزات در بافتهای کبد و آبشش به ترتیب به صورت مس>سرب>کادمیوم>نیکل>وانادیوم است. در این تحقیق رابطه غلظت فلزات و شاخصهای زیست سنجی مورد توجه قرار گرفت که در آن همبستگی مثبت و معنی داری بین طول و وزن ماهی و غلظت کادمیوم مشاهده شد. همبستگی غلظت فلز با سن ماهی فقط در مورد سرب و تنها در بافت کبد یافت شد]1[.
محمدنژاد شموشکی (1383) به بررسی میزان h) 96 ,50LC (فلزات سنگین از جمله کادمیوم بر روی بچه ماهی شیپ Acipenser nudiventris 1-3 گرمی پرداختند و بیان داشت میزان h) 96 ,50LC ( به دست آمده از کادمیوم در ماهی شیپ83 0/0 میلی گرم بر لیتر و حداکثر غلظت مجاز (MAC) کادمیوم 8 میلی گرم بر لیتر است ]28[.
خیرور و دادالهی (1388) غلظت فلزات سنگین مس، سرب، کادمیوم و نیکل را در بافت عضله و آبشش 64 قطعه ماهی شیربت Barbus grypus در اروند رود در 4 ایستگاه بررسی کردند، به ترتیب برای فلزات نیکل، سرب، کادمیوم و مس میانگین غلظت فلزات در آبشش 52/1، 03/9، 79/2 و 97/6 میکروگرم بر گرم وزن خشک بدست آمد. در این مطالعه میزان سرب و کادمیوم در بافت عضله بیشتر از آبشش و میزان مس و نیکل در بافت آبشش بیشتر از بافت عضله بود. اختلاف معنی داری بین ایستگاهها وجود نداشت اما در مورد فصول، برای دو عنصر کادمیوم و مس بین دو فصل زمستان و بهار اختلاف معنی داری وجود داشت، که این اختلاف برای کادمیوم در سطح 05/0 و برای مس 01/0 معنی دار بود]11[.
بهشتی و همکاران (1389) بررسی غلظت فلزات سنگین در ماهی بیاح در رودخانه دز را انجام دادند. نتایج این تحقیق نشان داد که میانگین غلظت فلزات سنگین در بافت عضله حداقل و در بافت آبشش حداکثر است. در اندامهای مختلف ماهی بیاه غلظت آهن به ترتیب بیشتر از روی، سرب، منگنز، کادمیوم، مس و جیوه بود]3[.
غیاثی و همکاران (1389) پارامترهای خونی و بیوشیمیایی در ماهی کپور معمولی در مواجهه با غلظت کم کادمیوم30 میکروگرم بر لیتر به مدت یک ماه بررسی کردند. آنها بیان داشتند که تعداد گلبولهای سفید به طور معناداری در پایان دوره کاهش یافت. با این وجود در سایر پارامترهای خونشناسی و مقادیر آنزیمهای سرمی ماهیان گروه تیمار اختلاف معناداری در مقایسه با گروه شاهد مشاهده نشد]25[.
نتایج مطالعه عروجعلی (1391) بر روی ماهی استرلیاد Acipenser ruthenus نشان داد که کادمیوم تعداد گلبولهای سفید خون را کاهش و تعداد لنفوسیتها را افزایش میدهد که این منجر به کاهش توانایی فاگوسیتوز سلولهای مرده داخلی میشود. همچنین کادمیوم سبب افزایش هماتوکریت و هموگلوبین در گروههای تیمار شده با 32 و 64 میکروگرم در لیتر کادمیوم در مقایسه با گروه شاهد شد]22[.
حمیدیان و همکاران (1393) تغییرات هیستوپاتولوژیک کبد ماهی گورخری Aphanius sophiae در مواجهه با آرسنیک و کادمیوم، مورد مطالعه قرار دادند. نتایج نشان داد که در تمامی غلظتهای کادمیوم و آرسنیک افزایش غلظت فلز سبب افزایش نکروزه شدن هپاتوسیتی و آتروفی میشود. همچنین نتایج نشان دهنده افزایش تورم ابری و آتروفی با افزایش غلظت بود. در تمامی غلظتهای کادمیوم و آرسنیک با افزایش غلظت بطور کلی تخریب بافتی در غلظتهای آرسنیک بیشتر از کادمیوم بود]8[.
هانسن و همکاران (1978) با بررسی اثرات کادمیوم بر ماهی قزلآلای Salmo gairdneris تحت غلظت های 05/0، 09/0، 19/0، 39/0 و 79/0 میکروگرم بر لیتر در طی 55 روز بیان کردند که در همه غلظتها تجمع کادمیوم در کل بدن ایجاد میشود و رشد و بقا ماهی در طولانی مدت در غلظت 78/0 کاهش یافت]59[.
ال-اتار و همکاران (2005) با قرار دادن تیلاپیای نیل در برابر غلظت تحت کشنده کادمیوم 5/5 میلیگرم بر لیتر به مدت 1، 3، 5 هفته تغییرات هماتولوژیک از قبیل آنمی(کاهش گلبولهای قرمز)، هموگلوبین، هماتوکریت و میانگین حجم گلبولها را نشان داد]32.[
نونتیا و همکاران (2008) به بررسی تغییرات هیستوپاتولوژیک گربهماهی راهرونده هیبرید Claria macrocephalus× Claria garipinus تحت تاثیر دوز 6/1و 6/ 13 میلی گرم بر لیتر کادمیوم در دو مدت زمان 1 تا 4 روزه و 10 تا 30 روزه پرداختند و تغییرات بافتی در آبشش و کبد و کلیه را بررسی کردند. در بافت آبشش تغییراتی از قبیل ادم در سلولهای اپیتلیال، افزایش در سلولهای کلراید و شکستگی تیغههای آبششی نشان داده شد. در کبد، جمع شدن رگ های خونی و متورم شدن سلول و در کلیه واکوئله شدن و نکروز سلول مشاهده شد] 78[. نیکولا و دومیترسکو (2009) به بررسی ضایعات بافتی ناشی از مسمومیت کادمیوم بر روی کبد،آبشش،کلیه، روده و ماهیچه در ماهی کاراس نقرهای Carassius auratus gibelio پرداختند. دوز مورد استفاده 53/1 میلیگرم بر لیتر در مدت زمان 21 روزه بود. در کلیه وجود فضاهای بین سلولی بزرگ، هیپرتروفی در اپیتلیوم در لولههای ادرار بر و در کبد نیز لخته شدن و تجمع خون در رگ های کبدی و پارانشیم کبد وجود قطره های زیاد چربی مشاهده شد]77[. سورش (2009) اثر کادمیوم را بر روی کبد، طحال،کلیه و مراکز ماکروفاژ در ماهی تیلاپیا موزامبیک بررسی کردند. این آزمایش در دوره زمانی 120 ساعته و دوز 93/20 میلی گرم در لیتر صورت گرفت و تغییرات قابل توجهی در مراکز ماکرفاژ و ماکروفاژهای آزاد کبد و طحال و کلیه تیلاپیا مشاهده شد]94[.
بررسی میزان تجمع فلزات سنگین در کبد، آبشش، روده و عضله در ماهی استرلیاد رودخانه دانوب با طول کل 38 سانتی متر و طول استاندارد 32 سانتی متر توسط جاریک و همکاران (2011) انجام شد. آنها اظهار کردند که کبد مهمترین بافت ذخیره فلزات سنگین است در حالی که کمترین سطح فلزات در بافت عضله یافت شد. غلظت فلزات سنگین در بافت ماهیچه به جزء تا حدودی برای کادمیوم در سطح قابل قبول برای مصرف انسانی بود ]62[. بیلال و همکاران (2011) به بررسی اثر کلرید کادمیوم بر روی کبد و کلیه گربه ماهی آب شیرین Clarias batrachus پرداختند. دوز مورد استفاده 4 و 8 میلیگرم بر لیتر در مدت زمان 60 روز بوده است. تغییرات بافتی را در این اندامها بررسی کردند. آسیبهاب بافتی نظیر سست شدن بافت کبدی، تغییر شکل هسته، واکوئله شدن سیتوپلاسم سلول کبدی و آسیب گلومرول های کلیه و تنگی لوله لومن و تغییر شکل لوله های ادرار بر را مشاهده شد ]40[. آمین و همکاران (2013) نشان دادند که در گربه ماهی آب شیرین Channa punctatus در معرض کلرید کادمیوم با دوز 3 و 5 میلی گرم بر لیتر در مدت زمان 15 و 45 روزه، بافت کلیه نشانههایی نظیر سست شدن بافت کلیه،تغییر شکل لوله های ادرار بر وآسیب گلومرول ها را نشان میدهد. در بافت کبد نکروز هسته، سست شدن بافت ، هیپرتروفی سلولها، خون ریزی در بافت و واکوئله شدن سلول در بافت کبد مشاهده شد]36[. اثرات فلز سرب نیز بر فاکتورهای خونی ماهیهای مختلف از جمله کپور معمولی Cyprinus carpio مورد ارزیابی قرار گرفته است. در این مطالعات تعداد نوتروفیلها و فعالیت فاگوسیتها، لوکوسیتها و فراوانی بازوفیلها در کپور معمولی کاهش پیدا کرد ونشان داد سیستم ایمنی غیراختصاصی آن دچار اختلال شده است. همچنین این فلز سبب کاهش تعداد گلبول قرمز، میزان هموگلوبین و افزایش حجم گویچه قرمز ، میانگین غلظت هموگلوبین ذرهای و میانگین هموگلوبین ذرهای شد]110[.
-219158-1826315فصل سوم
-322994-113753300-322580-100203000مواد و روشها
3-1معرفی منطقه نمونهبرداری
برای انجام این تحقیق ابتدا 100 قطعه ماهی نازک از چشمه دیمه (شکل3-1) واقع در استان چهارمحال و بختیاری با استفاده از تور صید گردید سپس ماهیان با استفاده از کیسه پلاستیکی پر شده با اکسیژن خالص به سالن آکواریوم واقع در دانشکده منابع طبیعی منتقل شدند. ماهی ها به مدت روز 10 جهت سازش با شرایط نگه داری شدند و سپس به آکواریوم با حجم 50 لیتر و هوادهی شده با سنگ هوای 10 سانتی متری و پر شده با آب شیر بدون کلر مستقر شدند. هر آکواریوم شامل 15 قطعه ماهی بوده که در مجموع 60 قطعه ماهی درون 4 آکواریوم قرار گرفت و آزمایش در 4 تیمار شامل غلظتهای 5/0 و 5/2 و 5/7 میکروگرم در لیتر کلرید کادمیوم و گروه شاهد اجرا شد.
18992851167130ایران
00ایران
32642021162050استان چهارمحال و بختیاری
00استان چهارمحال و بختیاری

1355725767143500 51
00 52
00 50
-
00 33
00 32
-
25 کیلومتر
کوهرنگ
چشمه دیمه
زاینده‌رود
مرغملک
0000 51
00 52
00 50
-
00 33
00 32
-
25 کیلومتر
کوهرنگ
چشمه دیمه
زاینده‌رود
مرغملک
1355725767143500 51
00 52
00 50
-
00 33
00 32
-
25 کیلومتر
کوهرنگ
چشمه دیمه
زاینده‌رود
مرغملک
0000 51
00 52
00 50
-
00 33
00 32
-
25 کیلومتر
کوهرنگ
چشمه دیمه
زاینده‌رود
مرغملک
1355725767143500 51
00 52
00 50
-
00 33
00 32
-
25 کیلومتر
کوهرنگ
چشمه دیمه
زاینده‌رود
مرغملک
0000 51
00 52
00 50
-
00 33
00 32
-
25 کیلومتر
کوهرنگ
چشمه دیمه
زاینده‌رود
مرغملک
شکل3-1 محل انجام نمونه برداری از ماهیان (1 سانتیمتر بر روی نقشه معادل 5/7 کیلومتر بر روی زمین است).
3-2 معرفی گونه ماهی نازک
ماهی نازک Chondrostoma regium، یک گونه بنتوپلاژیک است و در هر دو محیط آبهای راکد و آبهای جاری زیست میکند (شکل3-2). در واقع بیشتر در دریاچهها و حتی مخازن سدها و رودخانهها وجود دارند. در قسمت میانی و فوقانی رودخانه که دارای آب شفاف و بستر ماسهای- قلوه سنگی میباشد، زندگی میکنند. به طور معمول مهاجرت تخم ریزی بین فاصله 30-300 کیلومتر دارند و در نهایت در بسترهای سنگریزهای در آبهای کمعمق با جریان قوی تخمریزی میکنند. دامنه دمایی آنها 3-21 درجه سانتیگراد است ]21[. از نظر اهمیت اقتصادی اگرچه این گونه دارای ارزش اقتصادی به عنوان ماهی تجاری نیست ولی به عنوان صید ورزشی ارزشمند است. همچنین افراد محلی آن را به عنوان غذا مصرف میکنند.
522795521000831 cm
001 cm
53860702425148
شکل 3-2 ماهی نازک (Chondrostoma regium) صید شده از چشمه دیمه در پاییز 1393
3-3 انتقال ماهیان نازک به سالن آکواریوم و درمعرض قرار دادن با غلظتهای متفاوت کادمیوم محلول در آب
تعداد 100 قطعه ماهی نازک با وزن متوسط 88/0±32/19 گرم و طول 45/0±2/14 سانتیمتر ازسرشاخه زاینده رود در منطقه چشمه دیمه با تورکشی به روش پره صید شد و پس از قرار دادن در کیسههای پلاستیکی پرشده با اکسیژن و آب به صورت زنده به سالن آکواریوم دانشکده منابع طبیعی دانشگاه صنعتی اصفهان منتقل شد. ماهیان برای سازگاری به مدت 5 روز قبل از شروع آزمایش در مخازن پر شده با آب شهری نگهداری شدند. جهت ایجاد مسمومیت از کلرید کادمیوم (CdCl2.H2O) ساخت شرکت مرک، کشور آلمان استفاده شد. محلول استوک با انحلال کلرید کادمیوم محاسبه شده در 100 میلیلیتر آب مقطر و جهت رسیدن به غلظت مورد نظر حجم مشخصی از استوک برداشته میشد. آزمایش سمیت در شرایط آزمایشگاهی ساکن انجام شد . دوز تحت کشنده کادمیوم در این مطالعه بر اساس یافته های دیگر محققین در خصوص تعیین(h 96، 50LC) کادمیوم برای گونههای نزدیک به ماهی نازک تعیین شد. برای این مطالعه 4 تیمار در نظر گرفته شد. در مجموع برای هر تیمار 15 قطعه ماهی استفاده شد. مقدار مصرفی کادمیوم در تیمار ها عبارتند از گروه شاهد، 5/0، 5/2، 5/7 میکروگرم بر لیتر که بهترتیب با کدهای Cd،Cd 5/0،Cd 5/2، Cd5/7 مشخص گردید.
3-4 اندازهگیری فاکتورهای فیزیکوشیمیایی آب
فاکتورهای کیفی نظیر اکسیژن محلول ، درجه حرارت، pHو EC به صورت روزانه سنجش شد، که به ترتیب به وسیله اکسیژن متر مدل WTW DO meter ساخت کشور آمریکا، دماسنج، pH متر مدل Research Jenway 330 و EC متر مدل UK Research4310 اندازهگیری شد. اکسیژن محلول اندازه گیری شده در طی مطالعه در محدوه 3/6-5 میلیگرم برلیتر قرار گرفت. دامنه دمایی در طول دوره در محدوده 5/22-4/21 درجه سانتی گراد بود. pH محاسبه شده در دامنه 25/8-19/7 قرارگرفت. دامنه تغییرات EC دراین مطالعه در محدوده 48/3-06/3 دسیزیمنس بر متر قرارگرفت. کادمیوم محلول در طول دوره 4 بار اندازهگیری شد. سختی آب از روش تیتراسیون ml100 آب با HCl 1/0 نرمال اندازه گیری شد که در دامنه 148-112 میلیگرم بر لیترکربنات کلسیم قرار گرفت ]85[.کادمیوم آب به روش اسپکتروفتومتری در دستگاه جذب اتمی مدل Jascov-530 اندازهگیری شد ]35[.
3- 5 ساخت محلول ذخیره کادمیوم
به منظور تامین کادمیوم مورد نظر هر تیمار، محلول استوک با انحلال 5/7 میلیگرم کلرید کادمیوم (CdCl2.H2O) در 100 میلی لیتر آب مقطر به حجم رسانده شد و برای تیمارهای 5/0، 5/2، 5/7 میکروگرم بر لیتر به ترتیب 600، 3000 و 9000 میکروگرم بر لیتر از این محلول به آکواریومها اضافه گردید ]97[. به منظور حفظ غلظت کادمیوم و کیفیت آب هر دو روز یکبار به صورت متوالی درطی 14 روز، 40 لیتر از 50 لیتر آب داخل تانک تعویض شد ومقادیر 480، 2400 و 7200 میکروگرم بر لیتر کادمیم حل شده محاسبه شده ازذخیره کلریدکادمیوم به آن اضافه شد.

3-6 آنالیزهای خونشناسی
در پایان روز چهاردهم (6 قطعه از هر تیمار) ماهیها با استفاده از گل میخک با غلظت 100میلی گرم در لیتر بیهوش شدند. سپس خونگیری از ماهیان پس از خشک کردن ساقه دمی، با استفاده از سرنگ 5/2 میلیلیتری هپارینه انجام شد و ویژگیهای مرسوم خونشناسی مطابق روشهای استاندارد خونشناسی برگرفته از هوستون(1990) به شرح زیر اندازهگیری شد.]60[
3-6-1 اندازهگیری هموگلوبین
همچنین میزان هموگلوبین (Hb گرم در دسی لیتر)، با استفاده از روش سیان متهموگلوبین با استفاده از دستگاه اسپکتروفتومتر (Perkinelmer lambda Z 800; USA) در طول موج 540 نانومتر در آزمایشگاه تشخیص طبی جم، اصفهان اجرا شد.
3-6-2 اندازهگیری هماتوکریت
هماتوکریت (HCT) روشی برای اندازهگیری حجم تودهای یا ذرهای یاختههای قرمز نسبت به حجم کل خون است که بر حسب حجم گلبول قرمز در 100 میلیلیتر خون بیان میشود. برای اندازهگیری هماتوکریت، لولههای موئینه میکروهماتوکریت را به ماده ضد انعقاد آغشته و با نمونه خون تماس داده شد تا تیوب از خون پر شود. سپس سر تیوبها مسدود شد و به مدت 5 دقیقه با سرعت 7000 دور بر ثانیه سانتریفیوژ گردید و درصد هماتوکریت با استفاده از خطکش مخصوص قرائت شد]26[.
3-6-3 شمارش گلبولهای قرمز
برای رقیق سازی یاختههای قرمز خون از پیپت ملانژور قرمز استفاده میشود. برای استفاده از این نوع پیپت، تا درجه 5/0 آن از خون و بقیه حجم تیوب تا درجه 101 از محلول رقیق کننده پر میشود (رقت 200/1). در این مطالعه از محلول رقیق کننده دایس استفاده شد. محلول دایس از ترکیب 1/0 گرم ترکیب بریلیانت کریزل بلو، 8/3 گرم سدیم سیترات و 2/0 میلیلیتر فرمالدهید 37% در 100 میلیلیتر آب مقطر تهیه میشود. پس از قرار دادن لامل روی لام هموسایتومتر، سه تا چهار قطره از مایع درون پیپت را تخلیه شد تا در فاصله بین آن دو جریان یافته و حجره لام را پرکند. لام در زیر میکروسکوپ قرار گرفت و یاختههای قرمز موجود در 5 مربع کوچک از 25 مربع مرکزی با لنز 40 شمارش شد. برای محاسبه تعداد گلبولهای قرمز در هر میلیمتر مکعب خون با رقت یک دویستم از رابطه ذیل استفاده شد:
N=n×S×h×d
N=n×5×10×200=n×1000 در این رابطه N مجموع تعداد یاختههای قرمز شمارش شده در یک میلیمتر مکعب، n مجموع تعداد یاختههای قرمز شمارش شده در 5 مربع کوچک، S مساحت 5 مربع (یک پنچم مترمربع)، h ارتفاع هر مربع (1/0 میلیمتر) و d رقت خون در محلول رقیق کننده (رقت 200/1) را نشان میدهد]26[.
3-7 شاخصهای ثانویه خونشناسی
شاخصهای ثانویه خونشناسی برای توصیف اندازه سلولها و میزان هموگلوبین آنها بهکار میرود]26[.
3-7-1 حجم متوسط گویچه قرمز (MCV)
این شاخص حجم متوسط هر یاخته قرمز خون را نشان میدهد. این شاخص بر حسب فمتولیتر محاسبه میشود. هر فمتولیتر برابر یک میکرومتر مکعب است.
MCV=HCTRBC×10
در این رابطه، HCT میزان هماتوکریت و RBC تعداد یاختههای قرمز خون (بر حسب میلیون در میلیمتر مکعب) را نشان میدهد.
3-7-2 میانگین غلظت هموگلوبین ذرهای (MCHC)
این شاخص غلظت هموگلوبین در توده یاختههای قرمز را بر حسب درصد نشان میدهد.
MCHC=HbHCT×100 در این رابطه، Hb میزان هموگلوبین (بر حسب گرم در دسیلیتر) و HCT میزان هماتوکریت را نشان میدهد.
3-7-3 میانگین هموگلوبین ذرهای (MCH)این شاخص متوسط هموگلوبین در یک یاخته قرمزخون را بر حسب پیکوگرم نشان میدهد.
MCH=HbRBC×100 در این رابطه، Hb میزان هموگلوبین (بر حسب گرم در دسیلیتر) و RBC(بر حسب میلیون در میلیمتر مکعب) را نشان میدهد]26[.
3-8 شمارش گلبولهای سفید
به دلیل تراکم کمتر سلولهای سفید خون (WBC) نسبت به یاختههای قرمز، رقیق سازی با رقت کمتری صورت میگیرد. به این منظور از پیپت ملانژور سفید استفاده میشود. برای استفاده از این نوع پیپت، تا درجه 5/0 آن از خون و بقیه حجم تیوب تا درجه 11 از محلول رقیق کننده دایس پر میشود (رقت یک بیستم). سپس همانند روش توضیح داده برای گلبول قرمز شمارش شدند. برای محاسبه تعداد گلبولهایسفید در هر میلیمتر مکعب خون با رقت یک دویستم از رابطه ذیل استفاده شد:

N=n×S×h×dN=n×50 در این رابطه N مجموع یاختههای سفید شمارش شده در یک میلیمتر مکعب، n مجموع تعداد یاختههای سفید شمارش شده در چهار مربع، S مساحت چهار مربع (چهار میلیمترمربع)، h ارتفاع هر مربع (1/0 میلیمتر) و d رقت خون در محلول رقیق کننده (یک بیستم) را نشان میدهد]26 [.
3-9 نمونهبرداری برای مطالعه بافتشناسی
نمونه برداری از ماهیان در پایان 14 روز پس از در معرض قرار گیری با کادمیوم با برداشت همه ماهیان در طی یک روز انجام گرفت. پس از بیهوش کردن ماهیان توسط گل میخک، بافتهای کبد، آبشش به منظور انجام بافت شناسی جدا سازی شد سپس در محلول 10 درصد فرمالین برای انجام عمل بافت شناسی قرارگرفت.
3-10 تهیه مقطع بافتی
آماده سازی نمونهها و تهیه اسلایدهای میکروسکوپی مطابق روش زیر اجرا گردید ]58 .[
3-10-1مرحله آبگیری و شفاف سازی
بافتها با دستگاه عملآور بافت به ترتیب با نگهداری در اتانول 70، 80، 95، 95، 100، 100درجه به شرح زیر اجرا شد.
الکل 70% یک ساعت
الکل 80% یک ساعت
الکل 95% دو ساعت
الکل 95% دو ساعت
الکل 100% دو ساعت
الکل 100% یک ساعت
به منظورآبگیری و سپس در گزیلل برای شفاف سازی قرارگرفتند.
گزیلل 45 دقیقه
گزیلل 45 دقیقه
گزیلل به عنوان حلال حد واسط بین الکل و پارافین عمل کرده و در هر دو آنها حل میشود.
3-10-2 مرحله قالبگیری
پارافین جامد با دمای ذوب 60-58 درجه سانتی گراد برای پارافینه کردن بافت استفاده شد. مراحل کار شامل قرار دادن نمونهها در پارافین مذاب با سه مرتبه تعویض و در نهایت قرار دادن آنها در پارافین مذاب به مدت 12 ساعت بود. در پایان قالب گیری با پارافین مذاب انجام شد]58[.
3-10-3 برش وتهیه لام


در این مرحله تهیه برش (6-5 میکرومتر) از قالبهای پارافینی با میکروتوم JUNG RM 2055 صورت گرفت. نوارهای پارافینی حاوی بافت بر روی سطح حمام بافت آب و الکل(20% الکل و 80% آب با دمای 40-35 درجه سانتیگراد) تا زمانی که چین و چروک آن برطرف شود، قرار داده شدند.
3-10-4 رنگآمیزی
هماتوکسیلین- ائوزین روش انتخابی برای رنگآمیزی بود. در این روش، قسمتهای بازوفیل، هسته با رنگ هماتوکسیلین و بخشهای اسیدوفیل، سیتوپلاسم با رنگ ائوزین رنگ آمیزی شدند. لامها داخل انکوباتور 62-56 درجه سانتیگراد قرار داده تا پارافین آنها ذوب و جدا شود. سپس لام نمونه بافت از مراحل زیر تیمار شدند.
3-10-5کمیسازی آسیب بافتی
در اغلب موارد، تغییرات بافتی تنها به صورت توصیفی و کیفی صورت میگیرد، اما لازم است که برای مقایسه آماری و شدت تاثیر از روش کمی استفاده شود. در این تحقیق برای شرح تغییرات بافتشناسی و سنجش شدت آسیب، روش پیشنهادی برنت و همکاران (1999) استفاده شد. طبق این روش تغییرات آسیبشناسی (اندام) در پنج الگوی واکنش طبقهبندی شدند. تغییرات در هر الگوی واکنش، قسمتهای درم (اپیدرم) اندام و یا کل اندام را در بر میگیرد. پنج واکنش به شرح زیر است:
الگوی واکنش یک (rp1): اختلالات گردش خون:
الف- خونریزی، پرخونی و آنوریسم (اتساع رگهای خونی).
ب- ادم داخل سلولی: مایع داخل مویرگها به درون بافت تراوش میکند.
الگوی واکنش دو(rp2): تغییرات برگشتپذیر: ضایعاتی هستند که سبب کاهش فعالیت و عملکرد سلولها و بافتها میشوند.
الف- تغییرات ساختاری: تغییرات در ساختار بافت و همچنین تغییر در شکل و ترتیب سلولها.
ب- تغییرات پلاسما: تغییرات در پلاسمای سلول ناشی از قطرات شفاف (دژنره شدن دانهای)، قطرات کلوئیدی (فساد کلوئیدی)، دژنره شدن گلیکوژن، آهکی شدن و ضخیم شدن الیاف ریز بافت همبند.
ج- رسوب: تجمع مواد در داخل سلول.
د- تغییرات هستهای: تغییر در شکل هسته و ساختار کروماتین.
و- آتروفی: کاهش در تعداد و حجم سلول و یا کاهش اندامکهای داخل سلولی.
ه- نکروز: وضعیت ریختشناسی سلول یا بافت که به نظر میرسد سبب از دست دادن قطعی عملکرد سلول شود.
الگوی واکنش سه (rp3): تغییرات پیشرونده: فرآیندهایی که منتهی به افزایش فعالیت سلول یا بافتها میشود.
الف- هیپرتروفی: بزرگ شدن حجم سلول یا بافت بدون افزایش در تعداد سلولها.
ب- هیپرپلاژی: بزرگ شدن بافت یا اندام به خاطر افزایش در تعداد سلولها بدون تغییر در حجم سلولها.
الگوی واکنش چهار (rp4): آماس :
تورم یا آماس واکنش دفاعی و حفاظتی در حیوان زنده است، که به هنگام تحریک توسط عوامل فیزیکی و یا شیمیایی و همچنین زمانی که انگلها بافتها را به طور موضعی شدیداً آلوده کنند، رخ میدهد. تغییرات التهابی اغلب با فرآیندهای واکنشهای دیگر مثل ادم در ارتباط است.
الف- ترشح التهابی: مواد مترشحه حاوی غلظت بالایی از پروتئینها و مقدار زیادی بقایای سلولی است که از خون و عروق لنفاوی خارج میشود.
ب- فعالشدن سیستم ماکروفاژ یا سیستم رتیکولواندوتلیال :بخشی از سیستم ایمنی بدن شامل سلولهای فاگوسیتوز است که در بافت همبند مشبک قرار دارد.
ج- نفوذ: نفوذ لوکوسیتها به دیواره عروق خونی و بافتهای اطراف.
الگوی واکنش پنج:rp5 تومور (نئوپلاسم)
الف- تومورهای خوشخیم: سلولهای تمایز یافتهای که جایگزین سلولهای بافت اصلی میشوند. این سلولهای توموری شبیه سلولهای بافت اصلی هستند.
ب- تومورهای بدخیم: این سلولها به مقدار ناچیزی تمایز یافتهاند و به سرعت تکثیر میکنند و بافت اصلی را از بین میبرند. دگردیسی ممکن است دیده شود.
ج- برای نشان دادن گسترش تغییر آسیبشناسی از روش برنت همکاران (2005) استفاده شد [39]. در این روش هر برش از هر اسلاید به شرح زیر مورد بررسی قرار گرفت.
هیپرپلاژی سلولهای اپیتلیال رشتهها و تیغههای ثانویه آبششی با گرزی شدن: کمتر از 10 رشته (-)، 10-20 رشته (+)، 20-30 رشته (++)، 30-40 رشته (+++)، و بالای 40 رشته (++++).
حلقه شدن تیغههای ثانویه آبششی: کمتر از 5 رشته (-)، 5-20 رشته (+)، 20-40 رشته (++)، 40-60 رشته (+++) و بالای 60 رشته (++++).
کوتاه شدن تیغههای ثانویه: کمتر از 5 رشته (-)، 5-10 رشته (+)، 10-20 رشته (++)، 20-30 رشته (+++)، و بالای 30 رشته (++++).
برای ارزیابی تغییرات بافتشناسی در اندامهای مختلف یک روش استاندارد پیشنهاد شده که این روش بر اساس دو عامل است:
الف- گسترش تغییر آسیبشناسی که با ارزش نمره (a) ارزیابی میشود. هر تغییر در محدوده 0-6 ارزیابی شد. با توجه به درجه و میزان تغییر عدد صفر (بدون تغییر)، 2 (تغییر ضعیف)، 4 (تغییر متوسط)، و 6 (وقوع تغییر شدید)، البته مقادیر بینابین هم در نظر گرفته شد (هر مثبت معادل یک عدد در نظر گرفته شد).
ب- اهمیت آسیب شناسی که به عنوان یک فاکتور اهمیت (W) تعریف شده است. آسیب وارده با اهمیت عملکرد بافت ارتباط دارد یعنی آسیب بر عملکرد اندام یا بافت و توانایی بقای ماهیان چگونه اثر میگذارد این تغییرات در سه فاکتور طبقهبندی شدهاند:
:A حداقل اهمیت آسیبشناسی، آسیب ایجاد شده به راحتی بعد از در معرض قرارگیری با مواد محرک قابل برگشت است.

user8250

2-3-1-2)ارکسین25
2-3-1-3)گالانین26
2-3-1-4) نوروپتیید w-2327
2-3-2)هورمون ها27
2-3-2-1)گرلین27
2-3-2-2)ابستاتین28
2-3-2-3)لپتین29
نوروپتیید w30
گیرنده های NPW31
توزیع مرکزی NPW32
2-4-3) توزیع محیطی NPW33
توزیع NPBWR1-2 34
تنظیم تغذیه ومتابولیسم انرژی بوسیله NPW35
عملکرد اندوکرین NPW37
کورتیزول38
کورتیزول و فعالیت بدنی39
متابولیسم انرژی در فعالیت ورزشی41
فعالیت ورزشی فزاینده و شدید41
فعالیت ورزشی دراز مدت41
تاثیرات اسمولاریته بروی هورمون ها42
ارتباط کورتیزول با واسطه های متابولیکی43
ارتباط هورمون کورتیزول با اسید لاکتیک44
ارتباط هورمون کورتیزول با کراتینین44
کورتیزول و چاقی45
2-5-5-1) لینک پتانسیل بین کورتیزول و اشتها46
اثرات مضر چاقی ناشی ازکورتیزول46
تیروکسین47
تاثیر تیروکسین بر متابولیسم: 47
بی حرکت حاد و مزمن بر روی هورمون تیروئیدی48
هورمون های تیروئیدی و لپتین50
هورمون های تیروئیدی وگیاهان داروی51
2-7)جمع بندی 52
فصل سوم- روش شناسی پژوهش
3-1) روش پژوهش 54
3-2) طرح پژوهش54
3-3) جمع آوری وشیوه عصاره گیری ولیک (سرخ وسیاه) 55
3-3-1) جمع آوری میوه ولیک (سرخ وسیاه) 55
3-3-2) عصاره گیری آبی میوه ولیک (سرخ وسیاه) 55
3-3-3) مقدار دوز عصاره مصرفی موش ها55
3-4) جامعه و نمونه آماری و روش نمونه گیری56
3-5) محیط پژوهش56
3-6) تغذیه آزمودنی ها57
3-7) دوره و زمان بندی تمرینی57
3-8) وسایل و ابزار استفاده شده در پژوهش59
3-9) متغیرهای پژوهش60
3-9-1) متغیر مستقل60
3-9-2) متغیرهای وابسته60
3-10) روش اندازه گیری متغیرهای پژوهش60
3-10-1) روش اندازه گیری متغییر های وابسته61
3-10-1-1) روش اندازه گیری NPW 61
3-10-1-2) روش اندازه گیری هورمون کورتیزول 61
3-10-1-3) روش اندازه گیری هورمون T461
3-11) روش اندازه گیری ترکیبات سرخ ولیک , سیاه ولیک با استفاده از GC-MS : 62
3-12) روش ها آماری62
فصل چهارم- تجزیه وتحلیل
4-1) مقدمه65
4-2) توصیف داده ها65
4-2-1) مشخصات آزمودنی های حیوانی65
4-2-2) یافتههای مربوط به متغیرهای مورد مطالعه66
4-3) تجزیه و تحلیل استنباطی یافتههای پژوهش66
4-3-1) یافته های مربوط به نوروپپتید W پلاسمایی68
4-3-2) یافته های مربوط به نوروپپتید w کبدی72
4-3-3) یافته های مربوط به کورتیزول پلاسمایی76
4-3-4) یافته های مربوط به هورمون تیروئید T481
فصل پنجم- بحث ونتیجه گیری
5-1) مقدمه88
5-2) خلاصهی پژوهش88
5-3) بحث و بررسی(نوروپپتید w پلاسمایی و کبدی ، هورمون کورتیزول و T489
5-4) نتیجهگیری93
5-5) پیشنهادات برای پژوهشهای بیشتر94
منابع..................................................................................................................................................................................................95
چکیده انگلیسی112


فهرست شکل
عنوان صفحه
شکل 2- 1) تنظیمات جبرانی دریافت و مصرف کالری 15
شکل 2 – 2) طراحی شماتیک ساده از مناطق هیپوتالاموس 17
شکل 2 – 3) گردش هورمون های موثر بر تعادل انرژی از طریق هسته کمانی 20
شکل 2-4 ) تنظیم مصرف غذا 23
شکل 2-5) فعال سازی سلول های عصبی NPY / AGRP 25
شکل 2-6) گرلین قبل و بعد از دریافت غذا28
شکل 2- 7 ) لپتین 30
شکل 2- 8) فرق نوروپتیید 23- w و نوروپتیید 30- w ( انسان ، خوک ، رت ، موش)32
شکل 2- 9 ) تصویر شماتیک بر اساس یافته های مطالعات مورفولوژیکی و فیزیولوژیکی تنظیم اشتها در هیپوتالاموس توسط سلول های عصبی NPW و پپتید مرتبط با تغذیه در هیپوتالاموس36
شکل 3-1) مراحل اجرای طرح تحقیق در موش های صحرایی نر58
فهرست جدول ها
عنوان صفحه
جدول 2-1) مولکول های سیگنالی کاندید در هموستاز انرژی در CNS 22
جدول 3-1) حجم نمونه و مشخصات آزمودنی های هر گروه56
جدول 3- 2) پروتکل تمرین 8 هفته ای59
جدول 3- 3) مقادیر متغیر های مربوطه برای استخراج الکلی روغن سرخ ولیک63
جدول 4-1)، میانگین و انحراف استاندارد وزن موش های مورد پژوهش65
جدول 4-2) شاخص های توصیفی متغیرهای اصلی پژوهش66
جدول (4-3)، نتایج آزمون لون جهت بررسی هم واریانسی گروه های تحقیق67
جدول4-4) آزمون تحلیل واریانس یک طرفه برای مقایسه نوروپپتید W پلاسمایی68
جدول4-5) آزمون تحلیل واریانس یک طرفه برای مقایسه نوروپپتید W کبدی72
جدول4-6) آزمون تحلیل واریانس یک طرفه برای مقایسه کورتیزول پلاسمایی 76
جدول 4-7) نتایج آزمون توکی برای بررسی تفاوت بین گروه ها در کورتیزول پلاسمایی 77
جدول4-8)، آزمون تحلیل واریانس یک طرفه برای مقایسه هورمون تیروئید T4 81
جدول( 4-9) نتایج آزمون توکی برای بررسی تفاوت بین گروه ها در هورمون تیروئید T482
فهرست نمودار ها
عنوان صفحه
نمودار (4-1)، مقایسه سطوح نوروپپتید w پلاسمایی گروه های تحقیق71
نمودار (4-2)، مقایسه سطوح نوروپپتید w کبدی گروه های تحقیق75
نمودار (4-3)، مقایسه سطوح کورتیزول پلاسمایی گروه های تحقیق80
نمودار (4-4)، مقایسه سطوح هورمون تیروئید T4 گروه های تحقیق85
فصل اول:
طرح پژوهش

1-1: مقدمه
تغییر سبک زندگی و عدم توجه به برنامه های غذایی، جوامع امروزه را به سمت افزایش وزن، چاقی و عدم مدیریت اشتهای کاذب و به همراه آن به سوی بی تحرکی سوق داده است. چاقی و افزایش بیش از حد بافت چربی یکی از مشکلات سلامت در کشورهای مختلف جهان است که به دنبال تغییر شرایط زندگی و کاهش فعالیت فیزیکی و در نتیجه عدم تعادل انرژی دریافتی و مصرفی رخ می دهد. در سالهای اخیر، چاقی شیوع رو به افزایشی داشته است ]2،1[. چاقی، به عنوان بحران سلامت عمومی شناخته می شود ]3[.
شیوع چاقی و پیشرفت سریع آن موجب شده که پژوهش ها به سمت تنظیم و تعادل وزن بدن پیش رود. در اصل، چاقی و اضافه وزن نتیجه عدم تعادل انرژی است که به موجب آن انرژی دریافت شده بیشتر از انرژی مصرف شده است. یکی از عوامل تاثیرگذار بر چاقی میزان دریافت غذاست. دریافت غذا رفتار پیچیده ای است که سطوح مختلف کنترلی و تنظیمی را در بر می گیرد ]4[. افزایش وزن و یا چاقی که خود مقدمه بسیاری از بیماری های انسانی و مرگ و میر شده است. امروزه در حوزه بهداشت، سلامت و شیوع شناسی و به تازگی در حوزه فیزیولوژی ورزش با عنایت بر تاثیر فعالیت بدنی و ورزشی در اشکال مختلف در مدیریت وزن و تنظیم و تعادل انرژی، توجهات در جهت ساز و کارهای اصلی درگیر جلب شده است. اگر چه هنوز معادله انرژی، هزینه کرد و انرژی دریافتی جزء پایه ای پژوهش های حوزه سلامت تلقی می شود. اما تغییرات در نوع منبع بکارگیری جهت تامین انرژی های سلولی در بدن که بخش قابل ملاحظه ای از آن توسط هیپوتالاموس و بخش دیگری که از اهمیت نیز برخوردار است، توسط عوامل محیطی کنترل می شود. در دهه های گذشته تا قبل از کشف و معرفی تعدادی از پروتئین ها و پپتیدهای موثر در تنظیم انرژی، عقیده بر این بوده است که دستگاه عصبی مرکزی، به ویژه هیپوتالاموس تنها اندام درگیر در تنظیم تعادل انرژی و سوخت و ساز است. اکنون دیگر مطلق بودن حاکمیت هیپوتالاموس در کنترل تعادل و تنظیم انرژی جای خود را به همگرایی مرکز و محیط داده است، به همین خاطر پژوهشگران پپتیدهای مرتبط با کنترل و تنظیم انرژی و اشتها، دریچه ای نو را به سوی این دنیای عظیم موثر بر روند زندگی سالم باز کرده اند]7،6،5[.
با این وجود، به نظر می رسد که هنوز هیپوتالاموس محوریت لازم را در کنترل تعادل انرژی، سوخت ساز قند و اشتها داشته باشد. شاید به این خاطر باشد که تعداد زیادی از نورپپتیدهای مترشحه (AGRP،NPY،CART،POMC ، اورکسین، MCH ، گالانین ، پپتید شبه گلوکاکن، عامل رهایی کورتیکوتروپین) از این اندام در مقایسه با اندامهای محیطی دیگر مشارکت بیشتری را در این امر دارند ]8[. نوروپپتید w یکی از این نوروپپیدهاست که نقش مهمی در متابولیسم تغذیه و انرژی دارد ]9[.
1-2: بیان مسئله:
تمرین و فعالیت بدنی به عنوان یکی از عوامل موثر در تحلیل منابع انرژی سلولی از جمله گلوکز و گلیکوژن است، که می تواند تغییراتی در پپتیدهای و هورمون های موثر بر تنظیم و تعادل انرژی بوجود آورد. همچنین اظهار شده است که بازسازی و ریکاوری آنی ذخایر انرژی از جمله گلوکز و گلیکوژن نیز می توانند بر غلظت این پپتیدها اثرگذار باشند. در صورت عدم بازسازی مناسب و به موقع با مشکلاتی چون تغییر در غلظت پپتیدهای موثر بر تنظیم انرژی مواجه خواهیم شد. عدم تعادل بین پپتیدهای مهارگر و تحریک کننده دریافت غذا مانند لپتین، AGRP,NPY,CART,POMC, و گرلین به عنوان عوامل دخیل در روند سازوکاری می تواند به افزایش درصد چربی بدن، چاقی و غلبه روند اشتهاآوری بر ضد اشتهایی شود. اتخاذ راه کاری صحیح و آنی برای مقابله با این عدم تعادل می تواند از اختلالات سوخت و سازی تعادل و تنظیم انرژی (افزایش وزن یا کاهش غیرمنطقی، اتلاف انرژی) جلوگیری نماید. هرچند نوروپپتیدw در انسان اخیرا کشف شده است]10[ اما از زمان کشف نروپپتایدها، دانش ما از تنظیم وزن، اشتها و تعادل انرژی به نحو چشمگیری افزایش یافت. بسیاری از متخصصان حوزه سلامت، بهداشت و به خصوص تنظیم وزن، امیدوارند که با شناسایی جنبه های مهم و ناشناخته این نروپپتایدها و عوامل موثر بر آنها به روش های درمانی کارآمد و کشف داروهای جدیدی را برای امراضی چون چاقی دست یابند .امروزه تقریبا تاثیر نوروپپتیدها بروی هورمون ها ثابت شده است. از طرفی تغییر در هورمون ها نیز باعث تغییر در وزن بدن می شود.گزارش های رسیده نیز نشان می دهد که NPW نه تنها در تنظیم انرژی بلکه در هموستاز هورمونی نیز نقش دارد، ]11[
هورمون ها نقش مهمی در تنظیم اشتها، متابولیسم بدن و تنظیم سطح انرژی دارند]12[. فعالیت و تمرینات ورزشی روی سطوح خونی هورمون ها تاثیر می گذارند و به کاهش یا افزایش سطح برخی از هورمون ها نسبت به حالت استراحت منجر می شوند. در واقع این نوسانات هورمونی را می توان واکنش بدن در برابر فشارهای تمرینی قلمداد کرد، تا حالت هموستاز بدن برقرار شود ]13،14[. عدم تعادل در سطح هورمون ها در گیر در اشتها ( انسولین ، گلوکاگون ، کورتیزول و هورمون‌های غده تیروئید) می تواند به افزایش وزن منجر شود.
هورمون کوتیزول که یک گلوکوکورتیکوئید است ، و از بخش قشری غدد فوق کلیوی ترشح می شود، نقش بسزایی در برقراری این هموستاز دارد ]15[ . کورتیزول به طور مستقیم بر ذخیره چربی و افزایش وزن در افراد تاثیر دارد . یکی از اثرات مهم کورتیزول، نقش آن روی سوخت و ساز کربوهیدرات ها، پروتئین ها و چربی ها است.این هورمون فرآیند گلوکونئوژنز را از اسیدهای آمینه تسهیل، لیپوژنز کبد را کاهش و چربی های موجود در بافت چربی را به حرکت در می آورد . کورتیزول سوبسترای لازم را برای عمل گلوکرنئوژنز (اسیدهای آمینه) و سوخت های جایگزین را برای متابولیسم انرژی عضله اسکلتی (اسیدهای چرب) تامین کند]16،17،18،19[
هورمون تیرکسین یکی از هورمون های مهم متابولیسمی بدن است ]20[. که توسط غده ی تیرویید که تحت تاثیر محور هیپوتالاموس- هیپوفیز- تیرویید ( H-P-T) است ،تنظیم می شود ]21[ . در بررسی های متعدد ، اثر بسیاری از عوامل مانند دمای محیط ، استرس ، هورمون های دیگر ، ترکیبات شیمیایی ، نوسانات شبانه روزی ،... بر محور نامبرده به اثبات رسیده است. هورمون تیرویید ارتباط ویژه ای با رشد ، اشتها ، متابولیسم ، تنظیم اسمزی و تولید مثل دارد ]22[ افزایش میزان سوخت و ساز پایه، اثر اصلی هورمون های تیروئید است. عمل عمده ی این هورمون ها افزایش سوخت و ساز قندها و چربیها است]23[.
از طرفی استفاده از مواد مغذی ، به ویژه مواد قندی،اسیدهای چرب، نوشیدنی های ورزشی حاوی اسیدهای آمینه ، مواد معدنی و ویتامین ها ، آنتی اکسیدنها پس از تمرین و فعالیت بدنی، برای بازسازی سریع و افزون سازی منابع انرژی (گلیکوژن و ATP ) و کنترل وزن و اشتها توسط متخصصین و مربیان آگاه توصیه شده و می شود. در این راستا، استفاده از مکمل های غذایی طبیعی و صناعی بر عملکرد ورزشی، توازن بین اکساینده ها و ضد اکسایش کننده های بدن، توسط ورزشکاران ، مربیان ، متخصصین و پژوهشگران توصیه و بررسی شده است. علاوه بر موارد فوق، تاثیر برخی از گیاهان خوراکی و دارویی از قبیل: شنبلیله ]24[ ، برگ ریحان ]25[، توت هندی ]26[، لئوکاس سفالوتز (نوعی علف هرز خوراکی در هند) ]27[، بر روند بازسازی منابع انرژی به ویژه گلیکوژن در نمونه های حیوانی مطالعه شده است. با این وجود در هیچ یک از پژوهش های انجام شده به تاثیر این گیاهان دارویی و غذایی بر پپتیدهای درگیر در تنظیم تعادل انرژی، سوخت وساز قند، اشتها و وزن، با و یا بدون فعالیت بدنی و تمرین مورد توجه قرار نگرفته است. همچنین ، ولیک به عنوان یک گیاه دارویی منحصر به فرد از حیث ترکیبات و خواص به طور جدی در حوزه ی فیزیولوژی ورزش مورد توجه قرار نگرفته است.
ولیک یکی از قدیمی ترین گیاهان دارویی در طب اروپایی می باشد و برای اولین با توسط دیوسکورید در قرن 1 شرح داده شد]28[. عصاره ولیک از گل، برگ و میوه این گیاه مشتق می شود. مطالعه بالینی کمی به بررسی میوه ولیک به تنهایی پرداخته است ]29[. برگ، گل و میوه ولیک دارای مقادیر زیادی پروسیانیدین الیگومریک ، فلاونوئیدها می باشد، که مسئول اثر دارویی آن است]30[.
گیاه ولیک سرخ با اسامی مختلفی از قبیل هاثرن و از خانواده روزاسه به صورت سنتی به عنوان تونیک قلبی استفاده می شود. ترکیبات مختلفی در ولیک سرخ وجود دارد که شامل: ساپونین های تری ترپن، فلاونوئیدها، کاتیشن، اپی کاتشین می باشد ]31[.
گزارش شده است سرخ ولیک یک گیاه دارویی با ارزش از تیره گل سرخ است که امروزه در درمان ضایعات قلبی و گردش خون و به ویژه به عنوان ضد عفونت ها و آنتی اکسیدان، تب بر قابل استفاده می شو د؛ و اهمیت دارویی آن به دلیل وجود ترکیبات فنلی است که در این رده فلاونوئیدها نقش دارویی مهمی دارند]32[.همچنین مصرف آنتی اکسیدانهای غذایی می تواند از شیوع بیماری های متابولیک کم کند]33[.فلاونوئیدها بخاطر آنتی اکسیدان بودن در تنظیم تغذیه دخیل است و باعث تنظیم چربی خون ،تنظیم متابولیسم گلوکز و کربوهیدارت می شود ]34[ .
بنابراین ، این پژوهش قصد دارد تا تأثیر همزمانی تمرین با شدت بالا را به همراه دو نوع ولیک ( کراتاگوس ) سرخ و سیاه بر شاخص های مربوط به اشتها را در نمونه حیوانی ( مریوط به موش های نر) مورد ارزیابی قرار دهد. آیا تمرین شدید بر سطوح نوروپپتید W ، T4 ، کورتیزول پلاسمایی و بر سطوح نوروپپتید W کبدی درموش های صحرایی نر اثر دارد؟ آیا مکمل سازی آبی ولیک بر سطوح نوروپپتید W ، T4 ، کورتیزول پلاسمایی و بر سطوح نوروپپتید W کبدی درموش های صحرایی نر اثر دارد؟.
1-3: ضرورت و اهمیت تحقیق:
از آنجایی که بررسی و نمونه برداری بافت های انسانی از دشواری های زیادی برخوردار است و پژوهش های انجام شده بر روی مدل های حیوانی که شباهت های عملکردی با انسان دارند، می تواند تا حدودی بیانگر رخدادهای عملکردی در انسان باشند، از این رو در مطالعه حاضر انجام پژوهش روی پلاسما و بافت موش های صحرائی نر صورت پذیرفته است.
همان طور که گفته شد چاقی و اضافه وزن از یک سو و کمبود وزن و بی اشتهایی از سوی دیگر دو انتهای طیفی می باشند که همواره سلامتی جامعه را تهدید کرده و به عنوان یکی از معضلات جوامع امروزی باشند. شیوع گسترش چاقی و بیماری های مرتبط با آن در سطح جهان، شاهدی بر این مدعاست که پیشرفت های علمی در زمینه شناخت عوامل و مکانیسم های تنظیم وزن و به خصوص پیشگیری ، مبارزه و درمان چاقی توفیق چندانی نداشته است]4[. متاسفانه درکشور ما نیز، چاقی شیوع گسترده ای دارد. بر اساس پژوهش های صورت گرفته در ایران، بررسی ۸۹۹۸ فرد سنین 81 – 35 ساله (2005- 2002) نشان داد که 2/62٪ افراد دارای اضافه وزن و 28٪ ان ها چاق بوده اند ]35[. این در حالی است که چاقی با ابتلا به بیماری های بسیاری همراه است ]36[.دلایل ابتلا به چاقی متعدد می باشند، اما از نظر فیزیولوژی، چاقی ناشی از عدم تعادل انرژی است و درمان اولیه ی آن شامل کاهش دریافت غذا یا افزایش مصرف انرژی و یا هر دوی این موارد می باشد ]36،35[.
بنابراین از جنبه سلامت و بهداشت عمومی، شناخت عوامل و مکانیسم های موثر بر تعادل انرژی و تنظیم وزن می تواند به ارتقاء سطیح سلامت جامعه و صرفه جویی در هزینه های درمانی کمک نماید. هم چنین در شماری از بیماری ها، کاهش اشتها و تعادل منفی انرژی باعث بروز مشکلات عدیده و افزایش مرگ و میر می شود. مشخص شده که در این شرایط نیز نروپپتایدها نقش کلیدی دارند. بنابراین می توان امیدوار بود که شناخت مکانیسم این فرآیندها به درمان آنها اقدام کرد. از طرف دیگر نوروپپتید w که به تازگی (حدود یک دهه) کشف شده است و با توجه به نقش کلیدی خود در هموستاز و تنظیم وزن، تحقیقات بسیار کمی درباره این نوروپپتید صورت گرفته است، همچنین تحقیقات زیادی به تمرین به عنوان یک عامل مهم و موثر بر تعادل انرژی و تنظیم وزن و ارتباط آن نوروپپتید w انجام نشده است .همانطور که دیده می شود متخصصینی که در مورد نوروپتیید w و سایر نروپتاییدها مطالعه می کنند به ورزش ، تمرین و فعالیت بدنی عنایتی نداشته اند. برخی شرایط مانند فعالیت بدنی و تمرین می تواند تغییراتی را در پپتیدهای موثر برتنظیم و تعادل انرژی بوجود آورند. تمرین و فعالیت بدنی ، تعادل انرژی در سلول ها را به هم زده و هزینه ی انرژی سلول ها را افزایش می دهد. فعالیت های بدنی منظم ، دستگاه های مختلف انرژی را در گیر کرده و موجب سازگاری های عضلانی ، تنفسی ، قلبی – عروقی ، و سازگار ی متابولیکی می شود ]37[. از آنجایی که تاکنون پژوهشی در مورد تاثیر تمرین ورزشی و عصاره ولیک بر روی نوروپپتیدW پلاسمایی و بافتی صورت نگرفته ، پژوهش حاضر قصد دارد با بررسی اثر فعالیت ورزشی و عصاره میوه ولیک بر روی این نوروپپتید را بررسی نماید.
1-4 – اهداف پژوهش:
1-4-1-هدف کلی:
هدف کلی این پژوهش تعیین اثر8 هفته تمرین شدید بر سطوح نوروپپتید W پلاسمایی و کبدی، پاسخ های هورمون کورتیزول و T4 در موشهای صحرایی نر با و بدون عصاره آبی ولیک (سرخ و سیاه ) می باشد.
1-4-2-اهداف ویژه:
تعیین اثر 8 هفته تمرین شدید با و بدون عصاره آبی سرخ و سیاه ولیک بر سطح نوروپپتید w پلاسما
تعیین اثر 8 هفته تمرین شدید باو بدون عصاره آبی سرخ و سیاه ولیک بر سطح نوروپپتید w کبد
تعیین اثر 8 هفته تمرین شدید باو بدون عصاره آبی سرخ و سیاه ولیک بر هورمون کورتیزول
تعیین اثر 8 هفته تمرین شدید باو بدون عصاره آبی سرخ و سیاه ولیک بر هورمون تیروکسین
بررسی ارتباط سطوح نوروپپتید w پلاسما ، با دیگر متغییر ها
1-5 - فرضیه های پژوهش:
فرضیه 1 : هشت تمرین شدید همراه با مصرف عصاره آبی (سرخ و سیاه) ولیک برسطح نوروپپتید W پلاسما موشهای صحرایی نر اثر دارد
فرضیه 2: هشت تمرین شدید همراه با مصرف عصاره آبی (سرخ و سیاه) ولیک برسطح نوروپپتید W کبدی موشهای صحرایی نر اثر دارد
فرضیه3: هشت تمرین شدید همراه با مصرف عصاره آبی (سرخ و سیاه) ولیک برسطح هورمون کورتیزول پلاسما موشهای صحرایی نر اثر دارد
فرضیه 4: هشت تمرین شدید همراه با مصرف عصاره آبی (سرخ و سیاه) ولیک بر سطح هورمون تیروکسین پلاسما موشهای صحرایی نر اثر دارد
1-6- محدودیت های پژوهش :
1-6-1- محدودیت های غیر قابل کنترل
ـ عدم کنترل دقیق فعالیت شبانه آزمودنی ها
ـ عدم اندازه گیری مقدار غذای مصرفی برای هر نمونه بدلیل نبودن امکانات کافی
ـ عدم کنترل تاثیر عوامل وراثتی آزمودنی ها
1-7- تعریف واژها و اصطلاحات پژوهش
ولیک (کراتاکوس) cratacgus
ولیک یک گیاه دارویی با ارزش است که امروزه در درمان ضایعات قلبی و گردش خون و به ویژه به عنوان ضد عفونت ها و آنتی اکسیدان، تب بر استفاده می شود؛ و اهمیت دارویی آن به دلیل وجود ترکیبات فنلی است که در این رده فلاونوئیدها نقش دارویی مهمی دارند. همچنین مصرف آنتی اکسیدانهای غذایی می تواند از شیوع بیماری های متابولیک کم کند. فلاونوئیدها بخاطر آنتی اکسیدان بودن در تنظیم تغذیه دخیل است و باعث تنظیم چربی خون ،تنظیم متابولیسم گلوکز و کربوهیدارت می شود .
نوروپپتید w: نوروپپتید W تشکیل شده از 30 اسید آمینه و مشتق شده از یک پری پرو پروتئین 165 آمینو اسید است که ژن آن در انسان توسط تاناکا و هکارانش شناسای شد. NPW به ایفای نقش به عنوان عامل ضد اشتها عمل و باعث افزایش دما و متابولیسم بدن می شود.
کورتیزول: هورمون کوتیزول که یک گلوکوکورتیکوئید است ، و از بخش قشری غدد فوق کلیوی ترشح می شود، نقش بسزایی در برقراری هموستاز بدن دارد . هورمون کورتیزول در بدن به صورت دوره ای ترشح می شود، که دامنه و میزان ترشح آن را ریتم شبانه روزی تنظیم می کند. غلظت این هورمون در گردش خون، صبح زود به دلیل افزایش دامنه و میزان ترشح آن در بالاترین سطح است. میزان ترشح کورتیزول به تدریج در طول روز کاهش می یابد و غلظت آن در شب به حداقل میزان خود می رسد .پژوهش ها نشان داده اند که وزن و درصد چربی بدن بر ترشح کورتیزول تاثیر می گذارد.
هورمون تیروکسین یا 4T: تیروکسین به هورمون ترشح شده ازغده تیروئید می‌گویند. هورمون غده تیروئید تری یدوتیرونین 3 Tو تیروکسین 4Tاست .این هورمون از اضافه شدن چهار اتم ید به آمینواسید تیروزین ساخته می‌شود. هورمون های تیروئیدی در سوخت و ساز کلی بدن نقش داشته و نقص در عملکرد غده تیروئید و ترشح نامناسب این هورمون ها عواقب متعدد فیزیولوژیک را به دنبال دارد. برای مثال کاهش غلظت پلاسمایی هورمون های تیروئیدی باعث افزایش وزن و کاهش اشتها می گردد و افزایش آنها کاهش وزن و پرخوری را به دنبال دارد.
تمرین شدید : فعالیت ورزشی دویدن روی نوار گردان ( 5 روز در هفته ، با سرعت 34 متر در دقیقه ، شیب صفر درجه و به مدت 60 دقیقه ) انجام شد.
فصل دوم:
مبانی نظری و پیشینه پژوهش

:2-1مقدمه
در این فصل ابتدا مبانی نظری پژوهش مورد بحث و بررسی قرار خواهد گرفت.پیشنه و مبانی نظری پژوهش ، طیف وسیعی از اطلاعات و نظریه های علمی است که بیان کننده کمیت و کیفت اطلاعات موجود در رابطه با موضوع پژوهشی می باشد و به تشریح پژوهش های مرتبط با موضوع می پردازد . در این فصل پژوهشگر ابتدا به بررسی و مطالعه مفاهیم اساسی که در حوزه پژوهش دارای اهمیت هستند ، نظیر مکمل سازی ، پروتکل تمرینی و ... می پردازدو در پایان اطلاعات ارائه شده ، تحقیقات قبلی انجام شده و نتایج انها بیان می شود.
2-2: مبانی نظری تحقیق
2-2-1:چاقی
چاقی اختلالی است که از عدم تعادل دریافت و هزینه کرد انرژی ناشی می شود. عدم تعادل انرژی به عنوان فیدبکی برای فیزیولوژی و محیط عمل کرده و بر هزینه کرد و دریافت انرژی اثر می گذارد ]38[. ما انرژی را به صورت چربی ذخیره سازی می کنیم، چرا که هم نسبت به کربوهیدرات متراکم تر است و هم برای ذخیره شدن نیاز به مقدار زیادی آب ندارد. پدیده چاقی دو وجهه کاملا متفاوتی داردکه ژنتیک و محیط ]38[.
اطلاعات و آمار نشان می دهد که چاقی در کشورهای غربی در حال افزایش است . و عوامل مختلفی را می توان در این مورد دخیل دانست. از جمله تماشای تلویزیون، غذاهای فوری، کم تحرکی و استفاده از وسایل ماشینی در انجام امور روزمره و ... اشاره کرد. عقیده کلی بر این است که تعادل انرژی و وزن باید به گونه ای تنظیم شود تا اثرات تعادل بین هزینه کرد و دریافت انرژی بر چاقی و وزن بدن کنترل شود . لذا وزن بدن باید به طریقی تنظیم شود، که می دانیم هموستاز انرژی از طریق سیستم عصبی پیچیده ای تنظیم می شود که اثر فراز و نشیبهای کوتاه مدت در تعادل انرژی را بر روی توده بدن به حداقل می رساند. اخیرا مولکول های میانجی و مسیرهای دریافت غذا و تنظیم وزن در مغز شناسایی شده اند ]39[. گزارش کرده اند که با وجود کاهش در مقدار غذای دریافتی روزانه قادر به کاهش وزن نیستند. این ادعا به ایجاد این فرضیه منجر شد که چاقی در اثر اختلال های متابولیکی و نادرست بودن عادت های رفتاری است ، که موجب کاهش انرژی مصرفی در افراد چاق می شود ]40[.
2-2-2:تنظیم تعادل انرژی
عقیده ی کلی بر این است که تعادل انرژی و وزن بدن پدیده ای اند که باید تنظیم شوند. این عقیده از آن جا ناشی می شود که اثر بالقوه عدم تعادل بین هزینه انرژی و دریافت آن بر چاقی وزن بدن مشاهده می شود ]38[. به همین منظور هموستاز انرژی از راه سیستم عصبی پیچیده ای تنظیم می شود که اثر فراز و نشیب های کوتاه مدت در تعادل انرژی را بر روی توده ی چربی بدن به حداقل می رساند. اخیراً مولکول های میانجی و مسیرهای تنظیمی غذا خوردن و تنظیم وزن در مغز شناسایی شده اند ]39[.
محتوای انرژی سلول ها به تعادل بین تولید و مصرف انرژی در سلول ها بستگی دارد. یکی از شرایطی که می تواند تعادل انرژی را در سلول به هم زده و نیازهای هاصی را به سلول تحمیل نماید، ازدیاد هزینه کرد انرژی در اثر فشارهای مختلف روانی و جسمانی از جمله انجام فعالیت بدنی و تمیرن است. به بیان دیگر، در نتیجه تمرین و فعالیت بدنی، تعادل انرژی در سلول به هم خورده و هزینه ی انرژی سلول افزایشمی یابد. سلول در پاسخ به این وضعیت جدید پاسخ های موقتی و لازم را از خود نشان می دهد که در صورت تداوم یافتن این وضعیت، رفته رفته به سازگاری مناسب متابولیکی نایل می شود و در صورت رفع این فشار تدریجاً وضعیت انرژی سلولی به حالت اولیه ی خود برمی گردد. بنابراین گفته می شود که سلول یا اندام یا دستگاه درگیر در مقابل فشار فیزیکی وارده سازگار شده است. تمرین و فعالیت های بدنی منظم، دستگاه های مختلف انرژی را درگیر کرده و موجب سازگاری های عضلانی، تنفسی، قلبی – عروقی و سازگاری متابولیکی می شود که متعاقب فعالیت های بدنی و ورزشی رخ می دهند ]37[.

شکل 2- 1) تنظیمات جبرانی دریافت و مصرف کالری در پاسخ به تغییرات در محتوای چربی بدن است.]47[
2-2-3:کنترل اشتها و هموستاز انرژی
مرکز اصلی هموستاز یا تعادل انرژی در انسان هیپوتالاموس می باشد ، هرچند نواحی مختلفی از مغز از کورتکس گرفته تا ساقه مغز در رفتار دریافت غذا و هموستاز انرژی دخالت دارند . در بیشترین بزرگسالان ذخایر چربی و وزن بدن علیرغم تغییرات بسیار گسترده مصرف غذای روزانه و مصرف انرژی به طور چشمگیری ثابت است. برای برقراری تعادل بین انرژی دریافتی و مصرف غذای روزانه و مصرف انرژی به طور چشمگیری ثابت است. برای برقراری تعادل بین انرژی دریافتی و مصرفی یک سیستم فیزیولوژیکی پیچیده شامل سیگنال های آوران و وابران فعالیت می کند] 1[. این سیستم شامل مسیرهای چندگانه ای است که در تعامل با هم وزن را کنترل می نماید .در گردش خون هورمون هایی وجود دارند که به صورت حاد و موقت غذا خوردن را شروع یا خاتمه می دهند وهم هورمون هایی هستند که منعکس کننده چاقی و تعادل انرژی بدن می باشد. این سیگنال ها به وسیله اعصاب محیطی و مراکز مغری از جمله هیپوتالموس و ساقه مغزی یکپارچه می شوند هنگامی که سیگنال ها یکپارچه شوند ، نوروپتید های مرکزی را ، که غذا خوردن و هزینه انرژی را تغییر می دهند ، تنظیم می کنند ] 1[.
پیچیدگی رفتار دریافت غذا منعکس کننده ی تعداد نواحی در گیر در مغز است. به عنوان مثال ، قشر پیشانی چشمی در گیر در سیری ویژه حسی است در حالی که آمیگدال در ارزیابی مزه و طعم غذا دخالت دارد . بنابراین رفتار دریافت غذا را می توان به فاز های مختلفی از جمله فاز اشتها ، که شامل جستجو برای غذا است ، و فاز مصرف شامل خوردن واقعی غذا است ، تقسیم بندی کرد ]41[.
برای حفظ یک وزن ثابت در یک دوره ی زمانی نسبتا طولانی همواره باید توازنی بین دریافت غذا و هزینه انرژی برقرار باشد . هیپوتالاموس اولین مرکز ی است که حدود 50 سال قبل نقش آن در این فرایند شناخته شد . علیرغم در گیری نقاط مختلفی از مغز در رفتار غذا خوردن ، هیپوتالاموس به عنوان مرکز اصلی غذا خوردن مطرح می باشد .در اوایل دهه 1940 نشان داده شد که تزریق یا تحریک الکتریکی هسته ها ویژه ای در هیپوتالاموس ، رفتار تغذیه ای را تغییر می دهد. هیپوتالاموس شامل چندین هسته می باشد که در دریافت غذا دخالت دارند شامل هسته های کمانی (ARC) ، هسته ای مجاور بطنی (PVN) ، بخش های جانبی هیپوتالاموس (LHA) ، هسته های بطنی میانی (VMH) و هسته های خلفی میانی (DMH). در ARC دو دسته اصلی نورون که به وضعیت تغذیه ای حساس هستند و جود دارند . یکی دسته از ان ها دریافت غذا و اشتها را تحریک و دسته دیگر ان را مهار می کنند ]41[. هسته های بطنی میانی (VM) به عنوان « مرکز سیری» و هسته های جانبی هیپوتالاموس (LH) عنوان «مرکز گرسنگی» شناخته شده اند. هسته های کمانی (ARC) هیپوتالاموس نیز به عنوان محلی که این سیگنال های تنظیمی اشتها را یکپارچه می کند شناخته شده است ]42[ .

شکل 2 – 2) طراحی شماتیک ساده از مناطق هیپوتالاموس که در مصرف مواد غذایی نقش اصلی ایفا می کند.]41[
2-2-4:هیپوتالاموس
برای حفظ یک وزن در یک دوره زمانی نسبتاً طولانی همواره باید توازنی بین دریافت غذا و هزینه انرژی برقرار باشد. هیپوتالاموس اولبین مرکزی است که حدود 50 سال قبل نقش ان در این فرایند شناخته شد. در اوایل دهه 1940 نشان داده شد که تزریق یا ایجاد تحریک در هسته های ویژه ای از هیپوتالاموس باعث تغییر در رفتار تغذیه ای و دریافت غذا می شود. در هیپوتالاموس هسته های بطنی میانی (VMH) ، به عنوان «مرکز گرسنگی» شناخته شده اند. هسته های کمانی (ARC) هیپوتالاموس نیز به عنوان محلی که این سیگنال های تنظیمی اشتها را یکپارچه می کنند شناخته شده است. چرخه های عصبی متعددی در هیپوتالاموس قرار دارد. بر اساس دانسته های ما شبکه های عصبی و انشعابات آنها در داخل هیپوتالاموس قرار دارد. بر اساس دانسته های ما شبکه های عصبی و انشعابات آنها در داخل هیپوتالاموس گسترش پیدا می کنند و اجتماعات عصبی مجزا، نروترانسمیترهای ویژه ای را ترشح کرده که بردریافت غذا و یا هزینه کرد انرژی اثر گذاشته که خود توسط سیگنال های خاص وضعیت تغذیه ای تنظیم می شوند. سیگنال های محیطی درگیر در تهادل انرژی، از قبیل هورمون های روده ای مثل پپتاید YY و GLP-1 از طریق یک مکانیسم فیرقابل اشباع از سد خونی- مغزی گذشته و بنابراین به ARC می رسند. البته سیگنال های دیگری از قبیل لپتین و انسولین از طریق یک مکانیسم قابل اشباع از خون به مغز می رسند. بنابراین سد خونی – مغزی یک نقش تنظیمی پویا در عبور دادن برخی سیگنال های انرژی گردش خون دارد. در ARC دو دسته اصلی نرون که به وضعیت تغذیه ای حساس هستند ، وجود دارند . یک دسته از انها دریافت غذا و اشتها را تحریک و دسته دیگر ان را مهار می کنند عوامل اشتها آور و شد اشتها به ترتیب فعالیت سیستم عصبی سمپاتیک را کاهش و افزایش می دهند و به موجب آن ذخایر چربی بدن و هزینه انرژی را تنظیم می کنند . این عمل از طریق تغییر گرمازایی در BAT و احتمالاً در محل های دیگری از قبیل بافت سفید چربی وعضله، از طریق القاء پروتئین جفت نشده میتوکندریایی یک UCP-1 و UCP-2 و UCP-3، انجام می شود. ارتباط بین دریافت غذا و فعالیت سمپاتیک از طریق مواد انتقال دهنده عصبی متعددی صورت می گیرد. نروپتایدها عناصر مهم سیستم تنظیم کننده دریافت غذا هستند. هورمون ها ، انتقال دهنده های عصبی و نروپتایدهایی که بر دریافت غذا اثر می گذارند. مولکول های تحریک کننده اشتها شامل نوراپی نفرین، گاما آمینو بوتیریک اسید و هفت دسته از نروپتایدها هستند، در حالی که مولکول های مهار کننده غذا اشتها شامل سروتونین، دوپامین و تعداد زیادی از پپپتایدهای روده ای – مغزی هستند ]42[ .
2-2-5:سیگنال های عصبی و هورمونی کنترل اشتها
در موجودات تکامل یافته، نظیر انسان سیستم تنظیم دریافت غذا شامل دو بخش شبکه تنظیم اشتها و سیگنال های عصبی و هورمونی ارسالی از نواحی مختلف بدن به شبکه تنظیم اشتها می باشد که بخش اول از نورون های ایجاد کننده اشتها یا نورون های اورکسیژنیک و نورون های ایجاد کننده بی اشتهایی یا نورون های انورکسیژنیک تشکیل شده است که همگی در هسته های مختلف هیپوتالاموس قرار دارند و این دو دسته نورون شبکه تنظیم اشتها با یکدیگر در ارتباط هستند و بر فعالیت یکدیگر اثر می گذارند ]43[ . بنابراین عوامل تنظیمی متعددی چون هسته های مختلف هیپوتالاموس واقع در سیستم عصبی مرکزی، ذخایر انرژی و هورمون ها در تنظیم اشتها و دریافت غذا بصورت دراز مدت وکوتاه مدت دخالت دارند . در انسان انتقال دهنده های سیستم عصبی و پپتیدهای روده ای متعددی از عوامل مهم تنظیم اشتها می باشند]44[. اکثر مطالعات انجام گرفته در زمینه اشتها و دریافت غذا، روی دو هورمون لپتین و گرلین متمرکز است. این دو هورمون بعنوان تنظیم کننده های اصلی شبکه تنظیم اشتها و دریافت غذا درهسته های مختلف هیپوتالاموس مطرح هستند]45[.
هورمون لپتین محصول ژن چاقی است که در تنظیم فرایندهای متابولیک دخیل است و نمایانگر میزان ذخیره چربی بدن است . این هورمون با گیرنده های ویژه ای در هیپوتالاموس و با مهار باعث کاهش اشتها می شود و از طرف دیگر ترشح نوروپپتید Y با افزایش فعالیت سیستم عصبی سمپاتیک و لیپولیز موجب افزایش میزان متابولیسم بدن، میزان انرژی مورد نیاز و در نتیجه میزان چربی بدن را کنترل می کند]46[.
گرلین به عنوان یک لیگاند درون زاد برای گیرنده ترشح دهنده هورمون رشد مطرح است. سلول های غده اکسینتیک موکوس فوندوس معده منبع اصلی این پپتید اشتها آور است ]47[. مطالعات گذشته نشان داده است درحالی که تزریق انسولین در برخی از هسته های هیپوتالاموس سیستم اعصاب مرکزی دریک روش وابسته به دوز بعد از ورود به فضای بین سلولی درمغز به رسپتورهای خود نظیر نورون های، نوروپپتید Y متصل و آن را مهار می کند و یا از طریق تحریک انتقال دهنده عصبی α –MSH به دلیل افزایش تولید وترشح لپتین سبب کاهش دریافت غذا می شود ولی افزایش سطح سرمی انسولین (به صورت محیطی) در صورتیکه باعث کاهش غلظت گلوکزخون شود می تواند اشتها را تحریک نماید ]48[.

شکل 2 – 3 ) گردش هورمون های موثر بر تعادل انرژی از طریق هسته کمانی ]44[
2-2-6:سیستم کنترل مرکزی
سیگنال های نماینده چاقی در CNS یکپارچه می شوند. در داخل CNS دریافت غذا و تنظیم وزن به طور موثری انجام می شود. در CNS و بطور اختصاصی در هیپوتالاموس دو سیستم موثر آنابولیک و کاتابولیک وجود دارد که وزن بدن و توده چربی را تنظیم می نمایند . مسیرهای که سیگنال های چاقی از لپتین (مترشحه از آدیپوسیت ها) و انسولین (مترشحه از پانکراس ) با چرخه های خودکار مرکزی اندازه غذا را تنظیم می کنند.لپتین و انسولین مسیر کاتابولیک (نرون های POMC/CART ) را تحریک و مسیر آنابولیک (نرون های NPY/AGRP ) که از ARC منشأ می گیرندۀ را مهار می کنند. درون دادهای آوران وابسته به سیری از کبد و مجاری معده ای ـ روده ای و از پپتیدهایی مثل CCK از طریق عصب واگ و تارهای سمپاتیک به NTS ، یعنی جای که با درون دادهای پایین رونده هیپوتالاموس یکپارچه می شوند. برون داد عصبی خالص از NTS و سایر نواحی بصل النخاع و مخچه مغز منجر به خاتمه غذا خوردن می شوند. کاهش درون دادهای از سیگنال های چاقی ( در حین کاهش وزن ناشی از رژیم) بنابراین باعث افزایش اندازه غذا به وسیله کاهش پاسخ های ساقه مغز به سیگنال های سیری می شوند]4[.
مسیر های که سیگنال های جاقی از لپتین (مترشحه از آدیپوسیت ها) و انسولین (مترشحه از پانکراس) با چرخه های خودکار مرکزی اندازه غذا را تنظیم می کنند. لپتین و انسولین مسیر کاتابولیک (نرون های POMC/CART ) را تحریک و مسیر آنابولیک (نرون های NPY/AGRP ) که از ARC منشأ می گیرند ، را مهار می کنند. درون دادهای آوران وابسته به سیری از کبد و مجاری معده ای-روده ای و از پپتیدهایی مثل CCK از طریق عصب واگ و تارهای سمپاتیک به NTS ، یعنی جای که با درون دادهای پایین رونده هیپوتالاموس یکپارچه می شوند. برون داد عصبی خالص از NTS و سایر نواحی بصل النخاع و مخچه مغز منجر به خاتمه غذا خوردن می شوند. کاهش درون دادها از سیگنال های چاقی (درحین کاهش وزن ناشی از رژیم) بنابراین باعث افزایش اندازه غذا به وسیله کاهش پاسخ های ساقه مغز به سیگنال های سیری می شوند. ]4[.

جدول 2-1- مولکول های سیگنالی کاندید در هموستاز انرژی در CNS ]39[.
سیستم موثر آنابولیک باعث افزایش دریافت غذا، اکتساب وزن، کاهش هزینه انرژی و برعکس سیستم موثر کاتابولیک باعث کاهش دریافت غذا ، از دست دادن وزن و افزایش هزینه انرژی می شود .
2-2-7:کنترل محیطی اشتها
سیگنال های محیطی درگیر در تعادل انرژی، از قبیل هورمون های روده ای مثل پپتاید و GLP1 از راه یک مکانیسم غیرقابل اشباع از سدخونی- مغزی گذشته و بنابراین به ARC می رسند. البته سیگنال های دیگر از قبیل لپتین و انسولین از راه یک مکانیسم قابل اشباع از خون به مغز می رسند. بنابراین سد خونی- مغزی یک نقش تنظیمی پویا در عبور دادن برخی سیگنال های انرژی گردش خون دارد ]49[.
گرلین اولین هورمونی است که به دنبال تزریق محیطی موجب افزایش غذا خوردن می شود. در انسان ها گرلین پلاسمایی قبل زا هر وعده غذا افزایش ناگهانی و پس از صرف هر وعده غذایی به صورت کوتاهی سقوط می کند. این یافته ها دلالت بر این دارند که گرلین سممکن است به عنوان یک شاخص تعادل انرژی کوتاه مدت تلقی شود و ممکن است به عنوان یک مولکول سیگنالینگ در طول مدت زمان تخلیه انرژی در نظر گرفته شده است ]49[.

شکل 2-4 ) تنظیم مصرف غذا بوسیله ی هورمون های محیطی و مسیرهای سیگنالینگ مرکزی انها.]45[
2-3 :تنظیم کننده های وزن و متابولیسم بدن
گزارش ها نشان که وزن و متابولیسم بدن توسط نوروپپتید ها و هورمون های متعددی کنترل و تنظیم می شود.که به اختصار به توضیح برخی از مهمترین آنها می پردازیم.
2-3-1:نروپپتایدها
2-3-1-1: نوروپپتید Y (NPY)
NPY یک پپتید 36 اسید آمینه ای و یکی از فراوان ترین و گسترده ترین (از لحاظ توزیع) عوامل انتقال دهنده عصبی در مغز پستانداران می باشد. ARC محل اصلی بیان NPY در داخل نرون های هیپوتالاموس می باشد. هر چند NPY پس از تزریق مرکزی اثرات گوناگونی روی رفتار و عملکرد به جا می گذارد. ولی قابل توجه ترین اثر آن تحریک غذا خوردن است. تزریق چندباره NPY به داخل PVN یا دهلیزهای مغزی باعث چاقی می شود که نشان دهنده آن است که NPY قادر به مهار سیگنال های مهار کننده دریافت غذا می باشد. NPY باعث تعادل مثبت انرژی از طریق افزایش دریافت غذا می شود و همچنین باعث کاهش هزینه انرژی از طریق کاهش گرمازایی در BAT و همچنین تسهیل ذخیره چربی در بافت سفید چربی از طریق افزایش فعالیت انسولین می گردد ]50[. NPY در ARC سنتز شده و به داخل PVN ترشح می شود و توسط سیگنال های مثل لپتین، انسولین (که هر دو مهار کننده) و گلوکورتیکوئیدها (فعال کننده)، تنظیم می شود. سنتز و ترشح NPY در مدل های با شرایط کمبود انژژی یا افزایش نیازهای متابولیکی از قبیل گرسنگی ، دیابت وابسته به انسولین، شیردهی و فعالیت بدنی افزایش می یابد. نقش فیزیولوژیکی اصلی نرون های ARC ، NPY، احتمالا برقراری مجدد تعادل انرژی و ذخایر چربی بدن در شرایطی است که بدن با کمبود انررژی مواجه است. علیرغم شواهد کافی برای نشان دادن نقش کلیدی NPY در هموستاز انرژی، عجیب این است که در موش های که ژن NPY آنها کاملا حذف شده بود دارای فنوتیپ نرمال بودند به جز اینکه مستعد به جمله ناگهانی شده بودند. بنابراین هنوز کاملا مشخص نیست که آیا NPY فقط در شرایط حادی از قبلی موش های تراریخته ob/ob در پراشتهایی یا چاقی نقش دارد یا آیا فنوتیپ نرمال به علت مکانیسم های جبرانی توسط سایر سیگنال های اشتهاآور است که جایگزین NPY می شوند و به حفظ تغذیه طبیعی و تنظیم وزن کمک می کنند ]51[.

شکل 2-5) فعال سازی سلول های عصبی NPY / AGRP دارای یک اثر اشتهاآور، در حالی که فعال سازی سلول های عصبی POMC / CART اثر ضد اشتهای می باشد.
2-3-1-2: ارکسین ارکسین اخیرا به عنوان دسته ای از نروپپتیدها شناخته شده که همچنین تحت عنوان هیپوکرتینز نامگذاری می شود. ارکسین A و B به ترتیب دارای 23 و 28 اسید آمینه بوده و 46 درصد مشابهت دارند. هر دو پپتید توسط یک ژن کدگذاری شده و در نرون های خلفی و جانبی هیپوتالاموس قرار دارند. تزریق ارکسین A به طور معنی داری موثرتر از ارکسین B می باشد. البته اثر ارکسین بر تحریک غذا خورئن از اثر NPY خفیف تر است. ارکسین احتمالا بیشتر درگیر کنترل متابولیسم انرژی است تا دریافت غذا . ناشتایی باعث تظاهر افزایش ژن ارکسین در هیپوتالاموس می شود ]49[.
2-3-1-3: گالانین
گالانین یک پپتید 29 اسیدآمینه ای است که در دسته ی نورونی PVN , DMH , ARC توزیع شده است. گالانین دریافت غذا در موش های صحرایی پس از تزریق به داخل CV و همچنین VMH , LH , PVN و هسته های مرکزی آمیگدال را تحریک می کند. همانند MCH و ارکسین، غذا خوردن ناشی از گالانین ضعیف تر از NPY بوده و تزریق مداوم گالانین اثری بر حفظ چاقی یا پراشتهایی ندارد. از لحاظ آناتومیکی و عملکردی ارتباط نزدیکی بین نرون های تولید کننده گالانین وسایر سیگنال های اشتهاآور وجود دارد. هر چند سیستم NPY ارتباط نزدیکی با مصرف و هضم کربوهیدرات ها دارد، گالانین احتمالا در وهله اول در کنترل مصرف چربی ها و افزایش ذخیره بافت چربی از طریق کاهش در هزینه کرد انرژی دخالت دارند. گالانین در حین دوره میانی چرخه غذایی طبیعی فعال شده و یک رژیم با چربی بالا می تواند تولید گالانین را در PVN افزایش داده که ارتباط نزدیکی با چاقی بدن دارد ]49[.
2-3-1-4: نوروپتیید w-23
نوروپتیید W-23 که در ده اخیر کشف شده از 23آمینو اسید تشکیل شده است.که در تنظیمات تغذیه ای و هورمونی مشارکت دارد. مطالعات نشان می دهد ، تزریق داخل بطن مغزی NPW23 باعث افزایش جذب غذا و تحریک آزادسازی پرولاکتین]52[ و کورتیکوسترون ]53[ در موش صحرایی می شود،همچنین تحقیقات آزمایشگاهی نشان داده که افزایش غلظت NPW23 ، به طور قابل توجهی بر پرولاکتین، هورمون رشد و انتشار ACTH از سلولهای هیپوفیز قدامی را تغییر می دهد ]53[.
2-3-2:هورمون ها
2-3-2-1:گرلین
گرلین برای اولین بار در سال 1999 توسط کوجیما و همکارانش از معده موش جداسازی شد و به عنوان لیگاند درونی برای گیرنده GHS-Ra مطرح گردید. گرلین به هنگام گرسنگی به مقدار زیادی در سلولهای مخاط معده و به مقدار اندکی در سایر اندام ها از جمله مغز، هیپوفیز، سلولهای لایدیگ و سلولهای سرتولی نیز به نسبت کمتر تولید می شود ]54[. مطالعات نشان داده گرلین علاوه بر افزایش هورمون رشد ]55[ سبب افزایش تخلیه معده، افزایش اشتها، افزایش وزن بدن ]56[ تحریک ترشح ACTH ، مهار LH 6 و کاهش غلظت هورمون های تیروئیدی می شود ]57[. تزریق گرلین از طریق افزایش بیان ژن ها ی AgRP و NPY در هستۀ ARC هیپوتالاموس که نورونهای آنها مستقیماً بر روی TRH گیرنده دارند سبب کاهش هورمونهای تیروییدی می شوند ]58[.

شکل 2-6) گرلین قبل و بعد از دریافت غذا
2-3-2-2:ابستاتین
زانگ و همکاران (۲۰۰۵) پپتید ۲۳ اسید آمینه ای دیگری به نام ابستاتین را شناسایی کردند. این پپتید از ژن سازنده ی گرلین مشتق شده که بعد از ترجمه، دستخوش تغییرات متفاوتی شده است. یافته های بررسی ها نشان داد درمان جوندگان با ابستاتین منجر به تعادل انرژی منفی از راه کاهش دریافت غذا و تخلیه ی معده می شود. بنابراین برخی پژوهشگران به این نتیجه رسیدند که گرلین و ابستاتین اثرات متضادی بر تنظیم وزن دارند و ممکن است عملکرد نامطلوب ابستاتین در پاتوفیزیولوژی چاقی درگیر باشد.]59[
پژوهش قنبری نیاکی و همکاران نشان داد کسر و گلیکوژن کبدی ناشی از تزریق اتیونین در موش ها ATP منجر به افزایش سطح گرلین پلاسما می شود که می تواند به عنوان یک آغازگر مهم دریافت غذا مد نظر قرار گیرد؛ هم چنین مشاهده شد سطح ابستاتین پلاسما مورد تاثیر و گلیکوژن کبد نیست و انجام تمرین های ATP کاهش ورزشی نیز نتوانست این نتیجه را مورد تاثیر قرار دهد. پژوهشگران این گونه نتیجه گیری کردند که گرلین نسبت به ابستاتین به کسر انرژی کبد حساس تر است ]60[. گائو و همکاران(2009) انجام پژوهشی روی زنان و مردان چاق دریافتند سطح گرلین و ابستاتین آزمودنی های چاق پایین تر، اما نسبت گرلین به ابستاتین آنها از آزمودنی های با وزن طبیعی بالاتر بود ]61[.
زامرازیلوا و همکاران (۲۰۰9) نیز نسبت سطح گرلین به ابستاتین پلاسما را در زنان با وزن طبیعی، چاق و دچار بی اشتهایی عصبی اندازه گیری نمودند. یافته ها نشان داد نسبت سطح گرلین به ابستاتین در زنان با بی اشتهایی عصبی به طور معنی داری بالاتر از سایر گروه ها بود ]62[. در کل نقش واقعی ابستاتین در سازوکار چاقی هنوز مشخص نیست، اما تعادل بین گرلین و ابستاتین نقش مهمی در سازوکار چاقی و بیماری های متابولیکی ایفا می کند]63[.
2-3-2-3:لپتین
لپتین، پروتئین 167 اسید آمینهای است که در تنظیم فرآیندهای متابولیک دخالت دارد و نمایانگر ذخیره چربی بدن است]64[ برخی از پژوهشگران لپتین را عامل هشدار دهنده در تنظیم محتوای چربی بدن ذکر کرده اند ]65[ لپتین پس از تولید در بافت چربی به داخل خون ریخته می شود . در سد خونی مغز ناقل هایی وجود دارد که باعث ورود لپتین به دستگاه عصبی مرکزی شده و با شرکت در سرکوب سنتز نوروپپتیدهایی از قبیل نوروپپتیدy (عامل افزایش اشتها)، باعث کاهش اشتها می شود]66[ . بنابراین اثر خالص عملکرد لپتین در جهت کاهش وزن است اما کمبود این هورمون و یا مقاومت نسبت به آثار آن، هر دو می تواند سبب افزایش وزن شوند]67[ .
پژوهش استاد رحیمی و همکاران روی زنان چاق، نشان داد توده بافت چربی از پیشگویی کننده های اصلی غلظت لپتین بوده و همبستگی معنی داری بین توده چربی و لپتین وجود دارد ]68[ نتایج پژوهش ضرغامی و همکاران نشان داد که مقادیر سرمی لپتین در زنان چاق حدود 3 برابر زنان با وزن طبیعی بوده و همبستگی مستقیمی بین لپتین و شاخص توده بدن وجود دارد ]69[. همبستگی بین غلظت سرمی لپتین با شاخص توده بدن، درصد و توده چربی بدن، ذخایر مختلف چربی و همچنین ضخامت چربی زیر پوستی در تحقیقات دیگر نیز مشاهده شده است ]70[ این همبستگی در زنان چاق 3 برابر بیش تر از مردان چاق است ]71[.
87630-80645
شکل 2- 7 ) لپتین به عنوان بخشی از یک حلقه بازخورد به حفظ ذخائر ثابت از چربی عمل می کند. از دست دادن چربی بدن منجر به کاهش در لپتین، که مولکول های تغذیه محرک در هیپوتالاموس، مانند NPY را فعال می سازد. در مقابل، افزایش چربی بدن منجر به افزایش لپتین، که مولکول های تغذیه بازدارنده مانند MC را فعال می سازد. ]49[
2-4: نوروپتیید w
نوروپتیید w که اولین بار از هیپوتالاموس خوک جدا شده به دو شکل وجود دارد که شامل نوروپتیید 23- w (NPW23) یا نوروپتیید 30- w (NPW30) که 23 و 30 نشان از تعداد آمینو اسید تشکیل دهنده آن است.این نوروپتییدها به یکی از دو دریافت کننده NPW ، شامل GPR7 (NPBWR1) و GPR8(NPBWR2) متصل می گردد که به خانواده ی گروه پروتیین G تعلق دارند. GPR7 در مغز و قسمت های بیرونی و خارجی بدن انسان و جانوران جونده وجود دارد، در حالیکه GPR8 در جانوران جونده وجود ندارد . mRNA GPR7 در جانوران جونده به شکل گسترده ای در بسیاری از مناطق هیپوتالاموس ، شامل قسمت بطنی ، بصری ، میانی جلویی ، پشتی ، فوقانی وقسمت های قوس داربیان شده است .
مشاهدات نشان می دهد که GPR7 نقش مهم و حیاتی در تعدیل عملکرد غده های درون زا و عصبی ایفا می کند. تزریق بطنی مغزی NPW نشان داده شده که مانع جذب غذا شده و در وزن بدن اختلال ایجاد می نماید و موجب افزایش تولید گرما و حرارت و دمای بدن می شود، این نشان می دهد که NPW به عنوان یک مولکول نشانگر کاتابولیسم درونی عمل می کند ]72[.
2-4-1:گیرنده های NPW
در سال 1995 ، ادد و همکارانش از الیگونکلوتیدهای بر مبنای گیرنده ی اپیوئیدی و همینطور گیرنده ی سوماتواستاتین جهت شناسایی دو ژن GPR7 و GPR8 استفاده کردند.که پیش بینی می شود این دو دریافت کننده مسئول کد گذاری گروه پروتئینی G درون مغز انسان هستند. mRNA GPR7 در مغز انسان و جانوران جونده نشان داده شده ، در حالیکه ژن GPR8 در مغز انسان و خرگوش و نه جانوران جونده شناسایی شده است ]73[. در سال 2002، شیمومورا و همکارانش لیگاندهای درون زا را در مورد-8 GPR7 با در معرض قرار دادن سلول های تخمدان موش های چینی (CHO) با ذره های هیپوتالامیک خوک، تغییراتی در سطح CAMP مشاهده نمودند. علاوه بر این، وقتی بیان سلول GPR7 یا GPR8با عصاره ی هیپوتامیک القا شد تولید CAMP ناشی از فورسکولین متوقف می شود. این دریافت کننده ها به دریافت کننده های گروه پروتیینی Gi متصل بودند ]52[.
تجزیه و تحلیل ساختاری بیشتر در مورد لیگاندهای مسئول مهار تولید cAMP منجر به شناسایی یک پپتید جدید به نام NPW گردید. شیمومورا و همکاران توالی پپتید بالغ 23 و30 آمینو اسید باقی مانده از خوک ، موش و انسان را شناسایی کردند.NPW به دو شکل بالغش : NPW30 (شامل 30 آمینو اسید) و NPW23 (شامل 23 آمینو اسید) نام گذاری شده است که در ژن انسان بوسیله تاناکا و همکاران (2003) شناسای شد ]72[.

شکل 2- 8) فرق نوروپتیید 23- w و نوروپتیید 30- w ( انسان ، خوک ، رت ، موش)].72[
2-4-2: توزیع مرکزی NPW
بر اساس آنالیز RT-PCR ، برزلین و همکارانش (2003)گزارش داده اند که ژن NPW در سیستم عصبی مرکزی انسان مانند جسم سیاه و نخاع ، و در حد متوسط ​​در هیپوکامپ، آمیگدال، جسم پینه ای هیپوتالاموس ، مخچه و ریشه پشتی نخاع بیان شده است. شیمی سلولی هیبریداسیون در جوندگان نشان داده است که ژنNPW در چند مناطق محدود مغزی شامل PAG، هسته EW و هسته پشتی جنین توزیع شده است ]74،53،10 [. در حالی که کیتامورا و همکاران،( 2006) گزارش داده اند که این موضوع به هسته های خاصی در مغز میانی و ساقه مغز محدود می شود. با این حال، بر اساس تجزیه و تحلیل RT-PCR، گزارش داده اند که NPW mRNA در قسمت PVN، VMH ، ARC و LH موش بیان می شود]75[.مطالعه دیگری نیز حاکی از توزیع NPW در قسمت های متعددی از مغز موش صحرایی بوده است ]76[.
مطالعات ایمونوهیستوشیمی نشان داده است که NPW-LI به طور عمده در مناطق هیپوتالاموس، ARC و غده هیپوفیز خلفی ، با یک سطح پایین تر در PVN مشاهده شده است. جالب این است که سلول های NPW-LI هیپوتالاموس نر نسبت به ماده بیشتر است ]76[. در مطالعه دیگری، کیتامورا و همکاران (2006) از استقرار زیادی از NPW-LI را در سلول مغز میانی، شامل PAG و EW خبر داده اند. علاوه بر این، آنها برای اولین بار حضور NPW-LI و فرآیندهای آن را در PVN، VMH و آمیگدال در سطح میکروسکوپ الکترونی شناسایی و بررسی کرده اند]77[. همچنین، رشته های عصبی NPW-LI به وفور در مغز میانی و در دستگاه لیمبیک، از جمله CEA و BST توزیع شده بود، این امر نشان می دهد که NPW ممکن است در فرایند تعدیل ترس و اضطراب و همچنین در رفتار تغذیه نقش مهمی ایفا کند]78،77،76،75[.
2-4-3: توزیع محیطی NPW
در بافت های محیطی، NPW در نای ، در سلول سرطانی لنفوسیت نابالغ کلیه جنین و سرطان روده بزرگ بیان می شود]79[.سلول های وابسته به قشر غده فوق کلیوی نیز NPW تولید می کند]78[.هوکل وهمکاران (2006) گزارشی مبنی بر توزیع NPW در تیروئید و غدد پاراتیروئید، پانکراس، غدد آدرنال، تخمدان و بیضه در موش ارائه کردند.درحالیکه روکینیسکی و همکاران (2007) واکنش پذیری ایمنی NPW در تمام سلول های پانکراس شامل سلول های A ،B وD رانشان داده اند. درمقابل ، دزاکی و همکاران ( 2008) واکنش پذیری ایمنی NPW را در سلول های B ، و نه سلول های A یا D یافتند. بعلاوه NPW mRNA در سیستم ادراری تناسلی از جمله کلیه، بیضه ها، رحم، تخمدان، و جفت توزیع شده است ]80[.
بر اساس انالیز RT-PCR ، از حضور ژنNPW در در غده هیپوفیز، غده فوق کلیوی و معده را تایید کرد ]81[. این مشاهدات نشان می دهد که NPW ممکن است نقش مهمی در تنظیم سیستم غدد درون ریز را در پاسخ به استرس و همچنین در فعال شدن محورهیپوتالاموس هیپوفیز فوق کلیوی (HPA) ایفا کند ]81،82[.
2-4-4: توزیع GPR7-8
تجزیه و تحلیل RT-PCR در انسان نشان داد که ژن GPR7 به شدت در آمیگدال، هیپوکامپ، نئوکورتکس، و هیپوتالاموس بیان می شود ]73[. مطالعات مربوط به شیمی سلولی نشان داده است که ژن GPR7 در هیپوتالاموس موش، از جمله ARC، VMH، PVN و DMH، موجود است .ایشیی و همکاران (2003) گزارش داده اند که از بین بردن NPBW1 باعث پر خوری و توسعه چاقی می شود. سینگ و همکاران (2004) از دریافت کننده ی رادیوگرافی [125I]-NPW استفاده کرده و توزیع قابل توجهی از NPBW1 در آمیگدال موش و هیپوتالاموس، و همچنین در BST، MPA ، PAG ، ارگان سابفورنیکال و سطوح خاکستری رنگ سوپریور کولیکلوس ( قسمتی از مغز میانی) را نشان دادند. به طور کلی، GPR7 در سطح وسیعی در آمیگدال بیان می شود ]84،83،74[. اگر چه BST بالاترین سطح بیان GPR7 در پستانداران کوچک را نشان داده است، این پدیده در انسان ثابت نشده است. کیتامورا و همکاران ( 2006) گزارش کرده اند که GPR7 بیشتر در CeA و BST، موش صحرایی توزیع شده است که این امر ممکن است نشان دهد که GPR7 در تنظیم استرس، احساسات، ترس و اضطراب دخالت دارد. از طرف دیگر ژن های GPR7-8 در غده هیپوفیز و غده فوق کلیوی ( قشری و مرکزی ) بیان شده است ]72[ . این مشاهدات نشان می دهد که GPR7-8 ممکن است در پاسخ به استرس از طریق محور HPA درگیر باشد]82 [.
زیلوکوسکا و همکاران (2009 ) اخیرا آزمایشی مبنی بر توزیع و عملکرد NPW، NPB، و GPR7 در سلول های مانند یاخته ی استخوانی موش صحرایی و همچنین نتایج آن را که حاکی از تاثیر مستقیم بر روی تکثیر سلول ها بود را انجام دادند. NPB در پستانداران بزرگ، و همچنین در خرگوش شناسایی شده است، اما در موش صحرای و هیچ یک از موش ها بیان نشده است. تجزیه و تحلیل RT-PCR نشان داده است که ژن GPR8 است که به شدت در آمیگدال، هیپوکامپ، غده هیپوفیز، غده فوق کلیوی و بیضه ها و همچنین در سلول های قشری در غدد فوق کلیوی بیان شده است ]72[ .
2-4-5: تنظیم تغذیه ومتابولیسم انرژی بوسیله NPW
حذف GPR7 در موش های باعث پرخوری و کاهش مصرف انرژی می شود. این امر نشان می دهد که NPW ممکن است به عنوان یک تعدیل کننده تغذیه عمل کند. تزریق داخل بطن مغزی NPW در موشهای صحرایی نر باعث افزایش جذب غذا طی 2 ساعت اول در فاز نور می شود ]52[. همچنین لوین و همکاران (2005) گزارش کرده اند که تزریق NPW به PVN مصرف مواد غذایی را افزایش می دهد . این نتایج نشان می دهد که NPW به عنوان یک پپتید اشتها آور حاد عمل می کند. با این حال، موندال و همکاران (2003) گزارش کرده اند که هر دو شکل NPW باعث سرکوب تغذیه در فاز تاریک می شود،این نشان می دهد که اثر NPW در مورد تغذیه متفاوت است بسته به اینکه آیا حیوانات در نور و یا فاز تاریک نگهداری می شود]72[.
مطالعات عصبی انجام شده نشان داد که رابطه عصبی بین NPW و دیگر نوروپپتید های درگیر در تنظیم تغذیه باعث فعل و انفعالات عصبی بسیار نزدیک بین رشته های عصبی حاوی NPW و ارکسین یا هورمون MCH و رشته های عصبی در مغز موش های صحرایی می شود ]85[. در حالی که لوین و همکاران (2005) نشان داد که توزیع c-fos در نورون های حاوی ارکسین در منطقه ی پریفورنیکل در LH بعد از تزریق NPW در داخل بطن مغزی (icv) رخ داده است. جالب این است، که آنها همچنین سلول های NPW-LI در VMH، را نیز شناسایی کردند که به عنوان یک مرکز سیری شناخته شده است ]75[.
تاثیر لپتین بر روی عصب در VMH ، باعث کاهش میزان جذب غذا می شود و دیت و همکاران (2010) گزارش داده اند که سلول های عصبی NPW-LI و گیرنده های لپتین در این منطقه از مغز متمرکز شده اند . بیان NPW نیز به طور قابل توجهی در OB / OB و db/db موش تنظیم می شود. بنابراین، NPW ممکن است نقش مهمی در متابولیسم تغذیه و انرژی داشته باشد، و به عنوان یک جایگزین برای لپتین عمل کنید ]9[. علاوه بر این، NPW جذب مواد غذایی را از طریق گیرنده ملانوکورتین – 4 کاهش می دهد ، این بیانگر این است که NPW ممکن است نورون ها حاوی POMC را فعال و نورون های حاوی NPY را در ARC مهار کرده به کنترل و تنظیم در تغذیه بپردازد ]9[.
58420241935
شکل 2- 9 ) تصویر شماتیک بر اساس یافته های مطالعات مورفولوژیکی و فیزیولوژیکی تنظیم اشتها در هیپوتالاموس توسط سلول های عصبی NPW و پپتید مرتبط با تغذیه در هیپوتالاموس.]72[
به تازگی، اسکرزبپسکی و همکاران (2012) نشان داده اند که NPB و NPW بیان و ترشح لپتین و رزیستین را تنظیم می کند ، و باعث افزایش لیپولیز چربی در موش می شود]84[ . هنگامی که NPW به موش داده شد، محققان نمی توانستند بالا رفتن فعالیت های حرکتی را شناسایی کنند ، اما افزایش میزان مصرف O2 و افزایش تولید CO2، و همچنین افزایش دمای بدن را مشاهد نمودند ]86[ . جالب توجه است، مندال و همکاران (2006) گزارش کرده اند که سطح NPW جدا شده از سلول های آنترال معده موش در حیوانات که غذا نخورده اند پایین تر است ، و میزان آن در حیواناتی که به آنها غذا داده شد افزایش یافت. در مقابل، GPR7 ( - / - ) موش های ماده فعالیت های پر خوری از خود در مقایسه با موش هایی از نوع وحشی نشان نمی دهند ]87[. علاوه بر این، دان و همکاران (2003) وجود تفاوت بین موش های نر و ماده با توجه به میزان توزیع NPW ارائه داده اند.
2-4-6: عملکرد اندوکرین NPW
مطالعات ایمنوهیستوشیمی نشان داده که GPR7 در PVN، غده هیپوفیز وغدد فوق کلیوی در انسان و موش ]88،79،73،10[، به ویژه درسلول های PVN و هیپوفیز خلفی بیان شده است . با این وجود گزارش نشده است که NPW برای رها سازی دیگر هورمون های هیپوفیز قدامی تاثیر بگذارد. تاثیرات نورواندوکرین NPW به طور مستقیم از طریق GPR7 در سلول های غده هیپوفیز به عنوان واسطه عمل نمی کند ،اما ممکن است به طور غیر مستقیم از طریق کنترل آزاد سازی هورمون هیپوتالاموس و آزاد سازی هورمون محرک قشر غده ی فوق کلیوی عمل کند ]89،73[.
NPW نقش مهمی در پاسخ هیپوتالاموس به استرس ایفا می کند. با این حال، سطوح هورمون رشد در پلاسما بعد از تزریق داخل بطن مغزی این پپتید مهار می شود. این یافته ها نشان می دهد که NPW لیگاند درون زا برای GPR7 و / یا GPR8 است و به عنوان یک میانجی نورواندوکرین عمل می کند ]53،52[.علاوه بر این، تیلور و همکاران (2005) گزارش کرده اند که تزریق NPW محور HPA را فعال می کند، و باعث افزایش در سطح کورتیکوسترون پلاسما در موش های هوشیار می شود. اما باعث تحریک آزادی اکسی توسین و وازوپرسین نمی شود و همچنین در گردش خون محیطی، تغییرات فشار خون و ضربان قلب را نغییر نمی دهد. علاوه بر این، تزریق داخل بطن مغزی آنتاگونیست CRF باعث کاهش قابل توجهی سطح کورتیکوسترون نمی شود، اگر چه قبل از تزریق آنتاگونیست CRF به طور قابل توجهی افزایش مرکزی NPW سطح کورتیکوسترون را کاهش می دهد ]90[.

–413

1-5-3-گلوتامیک پیرویک ترانس آمیناز28
1-6-رابطه عوامل محیطی و میکروفلور دستگاه گوارش28
1-7-باکتری های اسید لاکتیک (LAB)29
1-7-1-رده بندی علمی30
فصل دوم: سابقه ی تحقیق
2- سابقه ی تحقیق32
فصل سوم: مواد و روش ها
3-1-مکان و زمان انجام تحقیق41
3-2-مکان پرورش42
3-3-ذخیره سازی ، سازگاری و تقسیم بچه ماهیان43
3-4-پروبیوتیک مورد آزمایشLactobacillus plantarum44
3-5-نحوه ی آماده سازی جیره غذایی44
3-6-زیست سنجی45
3-7-نحوه ی غذادهی45
3-8-بررسی عوامل فیزیکی و شیمیایی آب46
3-9-بررسی پارامترهای خون شناسی46
3-9-1-خون گیری و تهیه سرم46
3-9-2-شاخص های خونی47
3-9-2-1-شمارش گلبول های قرمز و سفید47
3-9-2-2-اندازه گیری هماتوکریت48
3-9-2-3-اندازه گیری هموگلوبین49
3-9-2-4-شاخص های گلبول قرمز49
3-9-2-5-تشخیص افتراقی گلبول های سفید50
3-10-فاکتورهای ایمنی51
3-10-1-شاخص های بیوشیمیایی ایمنی اختصاصی51
3-10-1-1-اندازه گیری ایمنو گلوبولینM (IgM)51
3-10-2-شاخص های بیوشیمیایی ایمنی غیر اختصاصی51
3-10-2-1-اندازه گیری فعلیت لیزوزیم51
3-10-2-2-پروتئین کل سرم52
3-11-روش انجام آزمایشات فلور باکتریایی روده در آزمایشگاه52
3-11-1-روش آماده سازی محیط های کشت52
3-11-2-روش آماده سازی رقت های محلول روده و کشت اولیه53
3-11-3-روش شمارش کلنی ها و تقسیم بندی آنها54
3-12-روش محاسبه شاخص های رشد54
3-12-1-اندازه گیری طول و وزن54
3-12-2-شاخص وضعیت55
3-12-3-درصد افزایش وزن55
3-12-4-ضریب تبدیل غذایی55
3-12-5-ضریب رشد ویژه55
3-12-6-میانگین رشد روزانه55
3-12-7-شاخص کبدی56
3-13-آماده سازی لاشه جهت تجزیه شیمیایی 56
3-14-تجزیه و تحلیل آماری56
فصل چهارم: نتایج
4-نتایج58
4-1-نتایج حاصل از اندازه گیری عوامل محیطی58
4-1-1-دمای آب58
4-1-2-اکسیژن محلول آب58
4-1-3-pH آب محیط پرورش58
4-2-نتایج حاصل از عملکرد رشد بچه ماهیان قزل آلا تحت تاثیر سطوح مختلف پروبیوتیک59
4-2-1-اثر بر وزن نهایی59
4-2-2-اثر بر طول نهایی59
4-2-3-اثر بر ضریب تبدیل غذایی60
4-2-4-ضریب رشد ویژه60
4-2-5-درصد افزایش وزن61
4-2-6-میانگین رشد روزانه61
4-2-7-میزان ضریب چاقی62
4-3-فلور باکتریایی روده ماهیان تیمار و شاهد62
4-3-1-میزان باکتریL.p در فلور روده قزل آلا در محیط کشت MRS62
4-3-2-توتال کانت باکتریایی روده ماهی قزل آلای رنگین کمان در محیط کشتTSA 62
4-4-نتایج حاصل از فاکتورهای خونی63
4-4-1-تعداد گلبول های سفید خون63
4-4-2-تعداد گلبول های قرمز خون64
4-4-3-غلظت هموگلوبین خون64
4-4-4-درصد هماتوکریت خون65
4-4-5-متوسط حجم گلبول قرمز65
4-4-6-متوسط غلظت هموگلوبین سلولی66
4-4-7-متوسط هموگلوبین گلبول قرمز66
4-4-8-درصد لنفوسیت67
4-4-9-مقادیر نوتروفیل67
4-4-10-درصد منوسیت68
4-4-11-درصد ائوزینوفیل68
4-5-نتایج فاکتورهای سرم68
4-5-1-میزان توتال ایمنوگلوبولین سرم خون69
4-5-2-میزان IgM69
4-5-3-میزان لیزوزیم سرم خون70
4-6-نتایج آنالیز لاشه70
4-6-1-درصد رطوبت لاشه70
4-6-2-درصد پروتئین لاشه71
4-6-3-درصد چربی لاشه71
4-6-4-درصد خاکستر لاشه72
فصل پنجم: بحث و نتیجه گیری
5-بحث74
5-1-عملکرد رشد74
5-2-فلور باکتریایی روده77
5-3-شاخص های خونی78
5-4-شاخص های ایمنی خون81
5-4-1-لیزوزیم81
5-4-2-ایمنوگلوبین IgM83
5-5-آنالیز لاشه84
5-6-جمع بندی86
پیشنهادات 87
منابع88
پیوست107
چکیده انگلیسی121
فهرست جداول
عنوان صفحه
جدول 3-1: آنالیز تقریبی خوراک استفاده شده در تغذیه بچه ماهیان مورد آزمون44
جدول4-1: میانگین دما، اکسیژن محلول و pH آب در مقاطع زمانی مشخص در طول دوره بررسی58
جدول 4-2- میانگین وزن نهایی (گرم) در بچه ماهیان قزل آلا در تیمارهای مختلف59
جدول 4-3- میانگین طول نهایی (سانتیمتر) در بچه ماهیان قزل آلا در تیمارهای مختلف59
جدول 4-4- میانگین ضریب تبدیل غذایی بچه ماهیان قزلآلا در تیمارهای مختلف60
جدول4-5- میانگین ضریب رشد ویژه بچه ماهیان قزلآلا در تیمارهای مختلف60
جدول4-6- میانگین درصد افزایش وزن بچه ماهیان قزلآلا در تیمارهای مختلف61
جدول 4-7- میانگین رشد روزانه بچه ماهیان قزلآلا درتیمارهای مختلف61
جدول 4-8- میانگین میزان ضریب چاقی بچه ماهیان قزلآلا درتیمارهای مختلف62
جدول 4-9-میزان پروبیوتیک (لاکتوباسیلوس) در روده ماهیان قزل آلا در محیط کشت MRS62
جدول4-10-شمارش کلی فلور باکتریایی در روده ماهیان قزل آلا در محیط کشت TSA63
جدول 4-11-تعدادگلبول های سفید خونی قزل آلا در تیمارهای شاهد وآزمایشی در پایان60روز63
جدول 4-12-تعدادگلبول های قرمز خون قزل آلا در تیمارهای شاهد و آزمایشی در پایان60روز64
جدول 4-13- غلظت هموگلوبین g/dl)) خون قزل آلا در تیمارهای شاهد و آزمایشی در پایان60
روز64
جدول 4-14- درصد هماتوکریت % خون قزل آلا در تیمارهای شاهد و آزمایشی در پایان 60 روز65
جدول 4-15- متوسط حجم گلبول قرمز خون قزل آلا در تیمارهای شاهد و آزمایشی در پایان 60
روز65
جدول 4-16- متوسط غلظت هموگلوبین سلولی خون قزل آلا در تیمارهای شاهد و آزمایشی در پایان
60 روز66
جدول 4-17- متوسط هموگلوبین گلبول قرمز خون قزل آلا در تیمارهای شاهد و آزمایشی در پایان
60 روز66
جدول4-18- درصد لنفوسیت خون قزل آلا در تیمارهای شاهد و آزمایشی در پایان 60 روز67
جدول4-19-درصد نوتروفیل خون قزل آلا در تیمارهای شاهد و آزمایشی در پایان 60 روز67
جدول4-20-درصد منوسیت خون قزل آلا در تیمارهای شاهد و آزمایشی در پایان 60 روز68
جدول4-21-درصد ائوزینوفیل خون قزل آلا در تیمارهای شاهد و آزمایشی در پایان 60 روز68
جدول4-22-توتال ایمنوگلوبولین سرم خون قزل آلا در تیمارهای شاهد و آزمایشی در پایان 60
روز69
جدول4-23-میزان IgM سرم خون قزل آلا در تیمارهای شاهد و آزمایشی در پایان 60 روز69
جدول4-24-میزان لیزوزیم سرم خون قزل آلا در تیمارهای شاهد و آزمایشی در پایان 60 روز70
جدول4-25-درصد رطوبت لاشه قزل آلا در تیمارهای شاهد و آزمایشی در پایان 60 روز70
جدول4-26-درصد پروتئین لاشه قزل آلا در تیمارهای شاهد و آزمایشی در پایان 60 روز71
جدول4-27-درصد چربی لاشه قزل آلا در تیمارهای شاهد و آزمایشی در پایان 60 روز71
جدول4-28-درصد خاکستر لاشه قزل آلا در تیمارهای شاهد و آزمایشی در پایان 60 روز72
فهرست شکل ها
عنوان صفحه
شکل( 1-1) ماهی قزل آلای رنگین کمان " Oncorhynchus mykiss"13
شکل (1-2) رابطه عوامل محیطی و میکروفلور دستگاه گوارش29
شکل (3-1) موقعیت جغرافیایی گارگاه پرورش ماهی سردابی(قزل آلا) اشکرآب سیاهکل41
شکل (3-2) نمایی از کارگاه پرورش ماهی سردابی اشکراب سیاهکل42
شکل (3-3) نمایی از کانال های بتونی پرورش و تیمار و تکرارها43
شکل(3-4) پودر اولیه حاوی1011-101244
شکل(3-5) رقت های مختلف از106-101044
شکل(3-6) غذای آماده و غنی شده با پروبیوتیک45
شکل (3-7) غذادهی روزانه بر اساس محاسبات روزانه46
شکل (3-8) خونگیری از سیاهرگ در محل ساقه دمی46
شکل (3-9) دستگاه سانتریفوژ و نحوه ی جداسازی سرم خون47
شکل (3-10) دستگاه سانتریفیوژ هماتوکریت48
شکل (3-11) دستگاه اسپکتروفتو متر نور مرئی و UV49
شکل(3-12): دستگاه اسپکتروفتومتر مدل 2100-VIS شرکت Unico آمریکا51
شکل(3-13)دستگاه Auto Analyzer مدلBT- 150052
شکل (3-14) نحوه ی آماده سازی محیط کشت TSA و MRS آگار53
شکل (3-15) برداشت روده و تهیه رقت های مختلف و کشت در پلت های TSAو MRS54
شکل (3-16) نگهداری پلت ها در انکوباتور و شمارش باکتری ها54
شکل (3-17) آماده سازی لاشه جهت تجزیه شیمیایی56
چکیده
تحقیق حاضر به منظور ارزیابی تاثیر باکتری اسید لاکتیک Lactobacillu plantarum (KC426951) جداسازی شده از روده قزل آلای رنگین کمان بر فاکتورهای رشد ، فلور باکتریایی روده ،فاکتورهای خونی و ایمنی بچه ماهیان قزل آلای رنگین کمان (Oncorhynchus mykiss) در بهار و تابستان سال 1392انجام شد. بچه ماهیان قزل آلای رنگین کمان با میانگین وزن 24/2±56/3 به مدت 2 هفته با شرایط پرورشی محیطی در یک مرکز پرورش خصوصی ماهیان سردآبی (اشکرآب سیاهکل) در استان گیلان قبل از شروع آزمایش سازگار شدند . ماهیان در قالب یک طرح کاملا تصادفی به شش گروه شامل 540 قطعه بچه ماهی تقسیم شدند . پارامترهای کیفی آب شامل درجه حرارت ، مقدار اکسیژن محلول و pH به ترتیب 3/0±3/17 درجه سانتی گراد ،43/0±5/8 میلی گرم و 26/0±4/7 اندازه گیری شد .پنج گروه از ماهیان ( هر گروه شامل 90 ماهی) با جیره حاوی 106 (تیمار1) ، 107 (تیمار2) ، 108 (تیمار3) ، 109 (تیمار4) و1010 (تیمار5) cfu g-1 لاکتو باسیلوس پلانتاروم و گروه کنترل (شاهد) بدون جیره حاوی پروبیوتیک به مدت 60 روز تغذیه شدند . تغذیه ماهیان بر اساس 3 درصد بیوماس وزن بدن بصورت روزانه و برابر صورت پذیرفت. نتایج نشان داد که میزان وزن نهایی ، طول نهایی، ضریب رشد ، درصد افزایش وزن و میانگین رشد روزانه در تیمار 2 بیشترین و در تیمار 5 کمترین مقدار و میزان ضریب تبدیل غذایی در تیمار 2 کمترین و در تیمار 5 بیشترین را به خود اختصاص داده بودند(05/0> P). همچنین بالاترین میزان توتال لاکتیک اسید روده ماهیان قزل آلا در تیمار4 و در حالیکه کمترین مقدار مربوط به تیمار شاهد و بالاترین توتال کانت مربوط به تیمار 2 و کمترین تیمار 5 بدست آمد(05/0> P). فاکتورهای خونی: بالاترین سطوح گلبول های قرمز در تیمار 5 (3/10408±3/898333) ، گلبولهای سفید در تیمار4 (4/702±3/10833) ، حجم گلبول های قرمز در تیمار 1(8/3±7/508) ، غلظت هموگلوبین در تیمار 5 (15/0±2/11) ، هماتوکریت در تیمار 5 (2±42) ،فراوانی لنفوسیت ها در گروه شاهد (53/1±67/69) ، فراوانی نوتروفیل ها در تیمار 5 (1±39) ، بدست آمد (05/0> P).
فاکتورهای ایمنی: بالاترین سطوح توتال ایمنوگلوبولین در تیمار 4 (15/1±33/20) ، IgM در تیمار4 (65/2±39) و لیزوزیم در تیمار4(08/2±67/40) حاصل گردید(05/0> P) .حداکثر رطوبت لاشه مربوط به تیمار 3 ، درصد پروتئین مربوط به تیمار 4 ، و کمترین درصد چربی مربوط به تیمار شاهد می باشد (05/0> P). با توجه به نتایج بدست آمده در خصوص بکارگیری Lactobacillus plantarum می توان از آن به عنوان یک فاکتور مثبت جهت بهبود فلور باکتریایی روده ، عملکرد رشد ، شاخص های خونی ، ایمنی و ترکیب لاشه استفاده نمود.
کلمات کلیدی: قزل آلای رنگین کمان،باکتری اسید لاکتیک ، Lactobacillus plantarum ، رشد ، فلور باکتریایی، شاخص خونی، ایمنی ، لاشه
فصل اول
کلیات

مقدمه
رشد فزاینده و روز افزون جمعیت جهان، تامین غذا و دستیابی به منابع جدید غذایی را به یکی از مهمترین دغدغه های دولت ها مبدل ساخته و موجب شده است تا تاًمین مواد پروتئینی به سمت سایر منابع از جمله آبزیان سوق یابد. در این میان ارزش بالای پروتئین آبزیان باعث گردید که صنعت ماهیگیری و آبزی پروری به صنعتی مهم و شایان توجه تبدیل شود. پرورش آبزیان یک فعالیت با گستره جهانی است که در بهبود تغذیه و کمک به توسعه اقتصادی کشورها موثر است.
صنعت آبزی پروری علیرغم این رشد قابل توجه، همواره با مشکلاتی روبرو بوده است که از عمده مشکلات را می توان ابتلا به بیماری های مختلف ذکر نمود . بیماریها در آبزیان به سه سه عامل مهم بستگی دارد وضعیت ماهی (میزبان) از نظر سلامت و تناسب اندام ظاهری و دارا بودن صفات مقاومتی و ایمنی در مقابل اجرام بیماریزا ، عوامل محیطی اهم از شرایط فیزیکی و شیمیایی نظیر اوضاع جوی ، تغییرات حرارتی ، تابش خورشید ، بارندگی و ... و عوامل پاتوژن یا بیماریزا را می توان نام برد ( آذری تاکامی، 1376). اغلب آبزیان پرورشی تحت تأثیر عفونت های باکتریایی قرار می گیرند که سیستم ایمنی شان توسط شرایط استرس زا به خطر می افتد. یکی از معمول ترین روش های درمان این عفونت ها، استفاده از آنتی بیوتیک ها می باشد این در حالی است که استفاده بیش از حد از این داروها باعث بروز مقاومت باکتریایی در این حیوانات می شود (Teuber, 2001). لذا بکارگیری آنتی بیوتیک ها جهت درمان بیماری های آبزیان پرورشی به طور گسترده مورد انتقاد قرار گرفته است، که دلائل آن علاوه بر افزودن هزینه ها عبارتند از: افزایش توانایی مقاومت باکتری ها در برابر آنتی بیوتیک ها، از بین بردن فلور میکروبی محیط زیست، هزینه بالای این داروها و عوارض جانبی این داروها بر ماهی و میگومی باشد . ثابت شده که برخی از آنتی بیوتیک ها سیستم ایمنی را سرکوب می کنند و موجودات آبزی را بیشتر مستعد پذیرش بیماری های باکتریایی ، ویروسی و انگلی می نمایند.افزایش نگرانی های ناشی از بکارگیری آنتی بیوتیک ها منجر به کاهش استفاده از آنها در صنعت آبزی پروری آمریکا و اروپا گردیده است.
آنتی بیوتیکها به تعادل باکتریهای موجود در روده آسیب وارد می کنند و اکثر باکتریهای مفید را از بین برده و منجر به پیدایش باکتریهای مقاوم به دارو می گردند و همچنین فقط 20 تا 30 درصد آنتی بیوتیک ها بوسیله ماهی هضم می شوند و بقیه وارد محیط زیست می شوند.
مصرف بی رویه داروها و مواد شیمیایی علاوه بر ایجاد مقاومت در میکرو ارگانیسمها سبب نفوذ این مواد به خاک و آب گردیده و محیط زیست مجاور مزارع پرورش آبزیان را به شدت آلوده نموده است تثبیت داروها و مواد شیمیایی در بافتهای ماهی و آبزیان بهداشت انسانی را نیز به خاطر ایجاد حساسیتهای مختلف، مقاومت باکتریایی و عوارض کلیوی و کبدی به مخاطره می اندازد(آذری تاکامی، 1376).
در حال حاضر، استفاده از پروبیوتیک ها و سین بیوتیک ها به عنوان جایگزین استفاده از آنتی بیوتیکها در پرورش آبزیان مطرح هستند. آبزیان در مراحل اولیه تکثیر و پرورش از سطح ایمنی کافی برخوردار نبوده و نیازمند تدابیر لازم در خصوص پیشگیری و درمان می باشند و بهره گیری از پروبیوتیک ها نیز می تواند به عنوان یکی از ابزارهای موثر در پیشگیری از بیماریها و همچنین محرک رشد مد نظر قرار گیرد.
استفاده از پروبیوتیک ها بعنوان جایگزینی برای روشهای سابق به نظر می رسد می تواند بسیاری از مشکلات را مرتفع سازد. استفاده از پروبیوتیک ها در واقع تکنولوژی جدید آبزی پروری همگام با محیط زیست به شمار می رود. با استفاده از این مواد هم می توان تولید را افزایش داد، هم کیفیت آب را اصلاح کرد و هم اینکه آنها را به عنوان مبارزه بیولوژیک مد نظر قرار داد (حسینی فر، 1386).
تأثیر پروبیوتیک ها در تغذیه، مقاومت در برابر بیماریها و دیگر فعالیت های مفید به اثبات رسیده که از
جمله اثرات مفیدی که بر سلامتی دارند تأثیر بر روی سیستم ایمنی و تحریک سیستم ایمنی است(کامکار، 1390).
استفاده از زیست یارهای حیاتی (پروبیوتیک ها) به عنوان یک مکمل غذایی که قادر به بهبود دفاع و ایجاد
مقاومت در برابر عوامل بیماری زا در زمان بروز استرس های متفاوت طی دوره پرورش ماهی باشند، مورد
توجه هستند.پروبیوتیک ها بطور سودمندی با بهبود تعادل فلور میکروبی روده به میزبان سود می رسانند Fuller,1989)).پروبیوتیک ها نه تنها اثرات منفی آنتی بیوتیک ها را ندارند بلکه نقش مهمی در افزایش بهره وری ، تولید و کاهش درصد تلفات ماهی و میگو دارا می باشند.
تا کنون سویه های زیادی جهت استفاده در تغذیّه دام، طیور و آبزیان به عنوان پروبیوتیک معرفی شده است و با بهره گیری از مهندسی ژنتیک و دانش بیوتکنولوژی، سویه های مؤثرتر و بهتری نیز تولید خواهد شد. ولی به طور کلی پروبیوتیک ها از لحاظ نوع سویه میکروبی مؤثرشان به سه گروه تقسیم می شوند، پروبیوتیکهای 1- باکتریایی2- قارچی 3- مخمری.
پروبیوتیکهای باکتریایی عمده ترین پروبیوتیک هایی هستند که تاکنون در آبزی پروری استفاده شده اند. استفاده از پروبیوتیکهای حاوی باکتریهای اسید لاکتیک به افزایش میزان زنده مانی میزبان در مواجه با عوامل بیماریزا منجر میشوند که این عملکرد از طرق زیر صورت میگیرد ( Gatesoupe, 1999)
آثار آنتاگونیستی بر ضد عوامل بیماریزا از طریق ترشح مواد باکتری ُکش همانند باکتریوسینها
محدود کردن عوامل بیماریزا از طریق افزایش محل اتصال یا استفاده از ماده و انرژی در دسترس
افزایش سد دفاعی بدن از طریق افزایش سطوح ایمنی
همچنین مشاهده شده است برخی پروبیوتیکها اشتها را افزایش می دهند، سلامتی را بهبود می بخشند و افزایشی کلی را در وزن به وجود می آورند که احتما ً لا به دلیل افزایش قابلیت هضم مواد غذایی است (Gatesoupe and Ringo,1998)
توانایی باکتریهای اسید لاکتیک در تقویت ایمنی غیر اختصاصی ماهی قزل آلای رنگین کمان توسط مطالعات برخی از محققین ثابت شده است. به خصوص تجویز خوراکی بعضی از سویه های باکتری اسید
لاکتیک موجب افزایش پاسخ ایمنی سلولی مثل فعالیت فاگوسیتوز، انفجار تنفسی فاگوسیت ها، تکثیر لنفوسیتها و سنتز سیتوکنین ها می شود. (Austin &Irianto, 2002; Nikoskelainen et al., 2001; Balcazar et al., 2006; Panigrahi et al., 2010)
دفتر مواد غذایی و مطالعه دارویی آمریکا و انجمن رسمی کنترل مواد غذایی، برای متمایز نمودن میکرو ارگانیسم های مفید و مضر، لیست گونه هایی از میکرو ارگانیسم را ارائه نموده است که می توان آنها را با مواد غذایی مصرف نمود. از جمله این مواد می توان به لاکتوباسیلوس پلانتاروم Lactobacillus plantarum اشاره نمود.
در این تحقیق باکتری توسط دکترشناور ماسوله در سال 1391 از فلور باکتریایی روده برداشت و با روش مولکول 16S rRNA مورد شناسایی و در NCBI مورد ثبت قرار گرفت (KC426951) و برای اولین بار در ایران جهت تغذیه بچه ماهی قزل آلا بصورت in vivo مورد مصرف قرار گرفت.
تحقیقات و استفاده های گسترده ای از باکتری های اسید لاکتیک شده است که از آنها می توان به لاکتو باسیلوس اشاره کرد (Kesarcodi-Watson . et al .,2008)
در خصوص تاثیر انواع پروبیوتیکها بر رشد و بازماندگی ماهیان تحقیقات فراوانی بعمل آمده است ولی در زمینه اثرات ایمنی زایی آن در ماهیان اطلاعات بسیار محدودی در دسترس می باشد. لذا در این مطالعه بررسی ایمنی زایی این ترکیب در ماهی قزل آلای رنگین کمان مدنظر می باشد
قزل آلای رنگین کمان نخستین گونه از خانواده آزادماهیان است که به عنوان غذای اصلی انسان اهلی و پرورش یافت. این ماهی از اواخر قرن نوزدهم میلادی به صورت قابل مصرف و قابل عرضه به بازار پرورش داده شده است. در حال حاضر، ماهی قزل آلا اساس صنعتی را تشکیل می دهد که در حال توسعه است و اهمیت آن بویژه در کشورهایی که قادر به تدارک شرایط و مهیا کردن محیط آب شیرین یا شور برای پرورش آن هستند در حال افزایش است.
لذا با توجه به مطالب ذکر شده در نوشتار بالا که بیانگر نقش و اهمیت بسیار زیاد پرورش گونه قزل آلا
در تامین پروتئین جامعه می باشد و مشکلات پیش رو حاصل از تغییر شرایط فیزیکی و شیمیایی محیط پرورش این گونه با ارزش که منجر به انواع بیماریها و تلفات قابل توجه و در نهایت از دست رفتن سرمایه پرورش دهندگان می گردد و با هدف کاهش مصرف بی رویه داروها و مواد شیمیایی در مبارزه با بیماریها ی این آبزی که در نهایت به نحوی وارد چرخه مواد بدن انسان و اثرات سو می شود مطالعه جایگزینی مناسب نظیر پروبیوتیک ها از جمله باکتری لاکتو باسیلوس پلانتاروم بعنوان اولین زیست یار حیاتی ضروری به نظر میرسد لذا مطالعه ای در خصوص تاثیر مقادیر مختلف زیست یار حیاتیباکتری لاکتوباسیلوس پلانتاروم در جیره غذایی قزل آلای رنگین کمان بر رشد ، فلورباکتریایی روده، شاخصهای خونی و ایمنی این گونه مورد مطالعه قرار گرفت که به ضرورت انجام این تحقیق ، فرضیات و اهداف آن در ذیل اشاره شده است.
تاکنون در زمینه افزودن باکتری لاکتوباسیلوس پلانتاروم به جیره غذایی قزل آلا، بویژه در سن رشد (بچه ماهی) جهت پرورش آنها در مزارع پرورش، مطالعه علمی و عملی و نیز بررسی اثر غذای حاوی باکتری لاکتوباسیلوس پلانتاروم روی فلور باکتریایی روده، عوامل خونی و ایمنی خون قزل آلای رنگین کمان به انجام نرسیده است. هرگونه تغییر در شرایط زیستی، تغذیه ای و ... می تواند روی فلور باکتریایی، شاخص های خونی و ایمنی اثر گذار باشد. برآورد این تغییرات جهت دست یابی به وضعیت ایمنی ماهیان تغذیه شده با پروبیوتیک مذکور از روی شاخص های خونی و بیوشیمیایی، از بررسی های علمی نوین در ایران می باشد.
تحقیق حاضر جهت بررسی سطوح مختلف باکتری Lactobacillus plantarum در جیره غذایی روی برخی فاکتورهای خونی ، ایمنی ماهی و فلور باکتریایی و رشد قزل آلای رنگین کمان (Oncorhynchus mykiss) طی60 روز مورد بررسی قرار گرفت. از آنجا که پرورش ماهی قزل آلای رنگین کمان در جهان بسیار رونق دارد، نتایج این تحقیق می تواند در سطوح بین المللی نیز حایز اهمیت بوده و مورد بهره برداری کارگاهها و مراکز دولتی و خصوصی پرورش ماهیان سرد آبی قرار گیرد.
سوالات تحقیق
1-یا مقادیرمختلف باکتری Lactobacillus plantarum بر فاکتور رشد بچه ماهی قزل آلای رنگین کمان تاثیر مثبت دارد؟
2- آیا مقادیر مختلف باکتری Lactobacillus plantarum بر شاخص فلور باکتریایی روده بچه ماهی قزل آلای رنگین کمان تاثیر مثبت دارد؟
3- آیا مقادیر مختلف باکتری Lactobacillus plantarum بر شاخص خون و ایمنی بچه ماهی قزل آلای رنگین کمان تاثیر مثبت دارد؟
فرضیه تحقیق
1-مقادیر مختلف باکتری Lactobacillus plantarum بر فاکتورهای رشد بچه ماهی قزل آلای رنگین کمان (Oncorhynchus mykiss) تاثیر مثبت ندارد.
2-مقادیر مختلف باکتری Lactobacillus plantarum برفاکتورهای رشد و فلور باکتریایی روده بچه ماهی قزل آلای رنگین کمان (Oncorhynchus mykiss) تاثیر مثبت دارد.
3-مقادیر مختلف باکتری Lactobacillus plantarum ، شاخص خون و ایمنی بچه ماهی قزل آلای رنگین کمان(Oncorhynchus mykiss) را بهبود می بخشد.
اهداف تحقیق
1-تعیین مقادیر مختلف باکتریLactobacillus plantarum یر فاکتورهای رشد بچه ماهی قزل آلای رنگین کمان.
2-تعیین تاثیر مقادیر مختلف باکتریLactobacillus plantarum بر فلور باکتریایی روده ی بچه ماهی قزل آلای رنگین کمان.
3-تعیین مقادیر مختلف باکتری Lactobacillus plantarum بر شاخص های خونی و ایمنی بچه ماهی قزل آلای رنگین کمان.
در مقایسه با تیمار شاهد.
1-1- مشخصات آزاد ماهیان (Salmonidae)
اکثر آزاد ماهیان گونه هایی با ارزش تجاری بالا هستند. هیچ یک از گونه های این خانواده کاملاً دریایی نیستند. یعنی به صورت آنادرموس ((Andromouse در دریا زندگی کرده و جهت تخم ریزی به آب شیرین مهاجرت می کنند. از مشخصات عمده این خانواده وجود باله چربی ( Fine Adipose) می باشد. این باله فاقد شعاع است و حد فاصل باله پشتی و دمی است. وجود دندان از مشخصات آزاد ماهیان است و در برخی گونه ها دندان ها در تمام محفظه دهان گسترش یافته است و وجه تمایز جنس های نر و ماده در زمان تخم ریزی می باشد. آزاد ماهیان گونه هایی گوشتخوار هستند (Maitland,2000).
به طور کلی آزادماهیان از نژادها و جمعیت های مختلفی برخوردار بوده و در نقاط مختلف جهان پراکنش گسترده ای دارند. این ماهیان در زمره ماهیان سردآبی قرار دارند و اغلب متعلق به مناطق سردسیری و معتدله جهان می باشند. در بین خانواده آزاد ماهیان، گونه های قزل آلای رنگین کمان، قزل آلای خال قرمز، آزاد ماهی دریای خزر و میزان محدودی ماهی آزاد زیبا و ماهی آزاد کتا در آب های ایران یافت میشود. این گونه ها از ارزش اقتصادی و زیستی بسیار بالایی برخوردارند و بایستی مورد توجه جدی تری قرار گیرند (فرزانفر، 1384)
1-1-1- رده بندی ماهی قزلآلا
این ماهیان از راسته آزادماهی شکلان(Salmoniforms) و مشتمل بر شش خانواده که عبارتند از: آزاد ماهیان (Salmonidae)، سفید ماهیان(Coregonidae)، بلند باله ماهیان(Thymalidae) ، نازک فلس ماهیان(Osmeridae) ، اردک ماهیان(Esocidae) و سگ ماهیان(Umberidae) که در این مجموعه تنها خانواده نخست، بطورمختصرتشریح می‌گردد.
از جنس‌های معروف این خانواده می‌توان به جنس Salmo، Hucho، Oncorhynchus ، Salmothymus ، Salvelinus و Stenodus اشاره نمود (فرزانفر، 1384).
در بین خانواده های راسته آزادماهی شکلان بجز خانواده های اردک ماهیان و سگ ماهیان مابقی دارای یک باله چربی کوچک هستند که در حدواسط بین باله پشتی و دمی آنها قرار دارد و فاقد شعاع های استخوانی سخت و نرم می باشند (وثوقی و مستجیر، 1379). در گذشته ماهی قزل آلای رنگین کمان را متعلق به جنس Salmo و Salvelinus قلمداد می کردند، در حالی که ماهی آزاد را مربوط به جنس Oncorhynchus می دانستند. اما در سال 1989 ماهی قزل آلای رنگین کمان را که قبلاً تحت عنوان علمی Salmo gairdneri معروف بود، جزو جنس Oncorhynchus طبقه بندی نمودند. امروزه قزل آلای رنگین کمان با نام علمی O. mykiss معروف است و از لحاظ علمی این ماهی جزو گونه های آزاد ماهیان محسوب می گردد (Stickney, 1991)
1-1-2- برخی ویژگی های مورفولوژیک و بیولوژیک ماهی قزل آلا ی رنگین کمان
این ماهی دارای یک نوار پهن بصورت رنگین کمان در هر طرف بدن بوده، بر روی سر، بدن، پشت، باله چربی و باله دمی آن لکه های تیره رنگی مشاهده می شود (شکل1-1). حداکثر طول این ماهی 70 سانتی متر و وزن آن به 7 کیلوگرم نیز بالغ می گردد. این ماهی را متعلق به گروه ماهیان رودرو((Anadromous Fishes ، میدانند. یعنی کلیه مهاجرت های تولید مثلی خود را درآب شیرین انجام می دهد (وثوقی و مستجیر،1379)این ماهی بطور طبیعی در ایران، در دریاچه های با آب سرد، نهرها و رودخانه های با بستر قلوه سنگی و سنگلاخی به سر می برد. زیستگاه این ماهی تا حدی مشابه قزل آلای خال قرمز (گونه بومی ایران) می باشد. در اغلب رودخانه های حوزه جنوبی دریای خزر بوسیله انسان معرفی شده است (نادری و عبدلی، 1383) این ماهی قابلیت بسیار خوبی برای پذیرش غذای دستی و پرورش مصنوعی را داشته، از سرعت رشد قابل قبولی برخوردار است.
1-1-2-1- دستگاه گوارش و اندام های مرتبط
آزاد ماهیان ، جانورانی گوشتخوار بوده ، دارای سیستم گوارشی کوتاهی می باشند ، دندان های این جانوران به شکلی بوده که قابلیت شکار را بخوبی برای آنها میسر می سازد. دهان در این ماهیان از قسمت های مختلفی مانند فک میانی ، فک فوقانی ، فک تحتانی ، استخوان تیغه ایی Vomer و زبان تشکیل شده است.
در این ماهیان علاوه بر فکین ، دندان ها بر روی سقف دهان و قاعده زبان نیز یافت می شوند (فرزانفر ، 1384). در محوطه معده واکنش های وابسته بع ترشح اسیدمعده ، آنزیم ها و همچنین حرکات معده می تواند موجب له شدن مواد غذایی شده، مراحلی از هضم صورت پذیرد.در بخش انتهایی معده و در محل اتصال به روده حدود 30 الی 80 زوائد انگشتی بنام زوائد باب المعده ای Pyloric caeca قرار گرفته اند که در هضم می توانندنقش موثری داشته باشند. مواد غذایی از سوی معده از طریق یک دریچه یک طرفه به نام پیلور وارد روده شده تا به کمک آنزیم های آن هضم بیشتری بر روی مواد غذایی انجام پذیرد. بعلاوه آب ، املاح و ویتامین ها نیز از طریق جداره روده جذب می گردند. بقیه مواد باقیمانده سپس بصورت مدفوع از مخرج ماهی دفع می شود(Ali,2000) .
غدد گوارشی مانند ، کبد ، کیسه صفرا و پانکراس نقش بسزایی در هضم مواد غذایی دارند. کبد بعلت داشتن اندازه بزرگ و همچنین بافتی نرم براحتی قابل شناسایی می باشد. رنگ این غده از قرمز تیره تا قهوه ایی روشن متفاوت است. در کنار کبد، کیسه صفرا قرار گرفته است که مایع سبز رنگی به نام صفرا را تولید می نماید. عمل اصلی این مایع ، تاثیر بر روی مواد چربی و شکستن مولکول های چربی می باشد. پانکراس در آزاد ماهیان بصورت غدد پراکنده در میان زوائد باب المعده ای ظاهر می گردد . پانکراس با تولید آنزیم های گوناگون به هضم مواد غذایی کمک کرده ، بعلاوه با ترشح هورمون انسولین در کنترل قند خون نقش موثری دارد (Pannell and barton , 1996) .
1-1-3- برخی ویژگی های ماهی قزلآلایرنگینکمان "Oncorhynchus mykiss"
قزل آلای رنگین کمان جز ماهیان پرورشی است که از اواخر قرن نوزدهم میلادی اهلی شد و به صورت قابل مصرف و قابل عرضه به بازار، پرورش داده شده است. اکنون ماهی قزل آلا اساس یک صنعت در حال توسعه را تشکیل می دهد و اهمیت آن بویژه در کشورهایی که قادر به تدارک شرایط و مهیا کردن محیط آب شیرین یا شور برای پرورش آن هستند، در حال افزایش است. این ماهی نخستین ماهی (گونه) از خانواده آزاد ماهیان است که به عنوان غذای اصلی انسان اهلی و پرورش داده شد. در حال حاضر، این ماهی سهم با ارزشی در تامین غذای انسان دارد. علت این امر فقط به دلیل ارزش غذایی بالای این ماهی و کمیاب و گران شدن ماهیان وحشی که از طبیعت صید می شوند، نیست. بلکه بخاطر وجود چربی های اشباع نشده ای هستند که در این ماهی یافت می شوند (فرزانفر، 1384).
جنسهای این خانواده در آب های سرد با اکسیژن فراوان زندگی می کنند که توسط انسان به اقصی نقاط
دنیا برده شد. به خاطر خاصیت سازگاری زیاد آن، هماکنون در بیشتر آب های شیرین که دارای دمای مناسب جهت رشد این گونه هستند، حضور دارد و گونه پرورشی بیشتر مزارع پرورش ماهیان سردآبی دنیا و تقریباً صددرصد مزارع پرورش ماهیان سردآبی ایران را به خود اختصاص میدهد (نفیسی بهابادی، 1385).
1-1-4- پراکنش ماهی قزل آلا در جهان و ایران
محدوده زیستگاه اصلی ماهی قزل آلای رنگین کمان شمال غرب آمریکاست و از رودخانه Kuskokwim در آلاسکا آغاز شده و به سمت جنوب ادامه می یابد و با عبور از بخش British Clombia به منطقه Baja در کالیفرنیا می رسد. در سواحل شرقی انشعاب اصلی در رودخانه Peace در ایالت British Clombia و Athabasca (در آلبرتا) نیز وجود دارد. جمعیتی از این ماهی نیز به صورت بومی در استان Chihuahua در کشور مکزیک وجود دارند. سرعت رشد نژاد مهاجر پولادسر (که به دریا مهاجرت میکند) بیشتر است. ماهیان نژاد مهاجر عموماً از نژاد غیر مهاجر که تمام دوره زندگی خود را در رودخانه سپری می کنند بزرگترند؛ اما بزرگترین ماهیان قزل آلای رنگین کمان را می توان در دریاچه های آب شیرین یافت (مشائی، 1386)این ماهی
در حوضه خزر، دجله ،کارون، نمک، کویر، زاینده رود، تجن (خراسان) و کرمان پراکنش دارد (هدایتی فرد،1382). همچنین در رودخانه پارک ملی گلستان در مناطقی با دمای کمتر از 20 درجه سانتی گراد مشاهده می گردد (عبدلی،1389).قدمت پرورش آن در ایران نیز به چند دهه قبل، یعنی سال 1338 هجری شمسی مربوط می شود (نفیسی بهابادی، 1385).
1-1-5- بررسی آماری تولیدات پرورشی ماهی قزل آلا
براساس سالنامه آماری سازمان خواربار جهانی ملل متحد (FAO) که در سال 2012 منتشر نمود، میزان کل تولید آبزیان پرورشی در سال 2010، بالغ بر 6/63 میلیون تن بوده است.
نرخ رشد صنعت پرورش آبزیان طی سالهای 1960 الی 2009 برابر 2/3 درصد بود در حالیکه طی مدت مشابه نرخ رشد افزایش جمعیت معادل 7/1 درصد بوده است . میزان تولید ماهیان خانواده آزاد ماهیان در سال 2001 برابر 1785121 تن گزارش شده است که این گونه ها در سال 2010 به مقدار 2411136 تن افزایش یافت. بر اساس گزارش در همین منبع میزان پرورش آبزیان در ایران در سال 2010 برابر 220034 تن می باشد که رتبه 14پرورش آبزیان را بین کشورهای جهان دارا می باشد .
آمار ارائه شده در آمارنامه سازمان شیلات ایران میزان تولیدحاصل از آبزی پروری را در سال 1389 معادل 251374 تن و در سال 1379 معادل 66000 تن گزارش نموده است .طی ده سال اخیر، روند صعودی میزان تولید ماهی قزل‌آلای رنگین کمان در ایران پیشرفت بسیار قابل توجهی داشته است. بطوریکه میزان تولید سالانه این ماهی در سال 1379، از مقـدار 9000 تـن، به مـرز 91519 تـن در سـال 1389 رسـیده است. که معادل 8/3 درصد تولیدات ماهیان سردآبی جهان است (FAO,2012).

شکل(1-1) ماهی قزل آلای رنگین کمان " Oncorhynchus mykiss"
1-2- پروبیوتیک چیست؟
واژه پروبیوتیک، واژه ای یونانی و به معنای "برای زندگی" می باشد (Chukeatirote, 2003). پروبیوتیک نخستین بار توسط Lilly & Stillwell (1965) برای برخی مواد مترشحه بوسیله میکروارگانیسم ها بکار گرفته شد که موجب تحریک رشد سایر میکروارگانیسم ها می شوند. بنابر این، ترکیبات اخیر از لحاظ تاثیر می توانند کاملاً در برابر آنتی بیوتیک ها یا مواد پاد زیست، قرار گیرند. با این وجود، بکارگیری این واژه بدین شکل تداوم نیافت و Sperti (1971) از این واژه تحت عنوان عصاره ی بافتی که موجب تحریک رشد میکروبی می شوند، یاد نمود.
تحقیق Metchinkoff (1907) در آغاز قرن بیستم را می توان نخستین تحقیق انجام شده در زمینه پروبیوتیک ها دانست. وی تاثیر مصرف ماست را مورد بررسی قرار داد و متوجه تأثیر این ماده غذایی روی طول عمر کشاورزان بلغاری شد. در واقع او اصول دستکاری میکروفلور روده را درک نموده بود و این موضوع را این گونه شرح داد: "میکروب هایی که با هدف بهبود سلامتی خورده می شوند". همین تعریف، بعدها توسط Parker (1974) اینگونه اصلاح شد: "موجودات و موادی که در تعادل میکروبی روده تأثیرگذارند".
Fuller (1989) نیز تعریف Parker را اینگونه اصلاح نمود: "مکمل های غذایی حاوی میکروب های زنده که از طریق تعادل میکروفلور روده اثرات مفیدی بر سلامت میزبان می گذارد"، این تعریف امروزه بیشتر متعارف است. اجزای اصلی این تعریف منعکس کننده لزوم زنده بودن میکروارگانیسم و استفاده آن به صورت مکمل غذایی برای میزبان است و ابهامی را که با بکاربردن اصطلاح "مواد" ایجاد می شد را از بین می برد. "اثر بر روی تعادل میکروبی روده" که در تعریف اخیر اشاره شد، در تحقیقات انجام شده کمتر مورد توجه قرار گرفته است. Tannock(1997) به این نکته توجه نمود و این تعریف را به این صورت پیشنهاد کرد: "سلول های میکروبی زنده که با هدف بهبود سلامتی، به صورت مکمل های غذایی بکار می روند".
بسیاری از محققین تعریف Fuller را مورد تجزیه و تحلیل بیشتری قرار داده و تعاریف کامل تری را ارئه نمودند. بعنوان نمونه، Gatesoupe (1999) پروبیوتیک ها را اینگونه تعریف نمود: "سلول های میکروبی که به طریقی وارد دستگاه گوارش می شوند و زنده می مانند تا سلامتی را در میزبان ایجاد نمایند". Gram و همکاران (1999) نیز پیشنهاد کردند که "پروبیوتیک هر نوع مکمل میکروبی زنده است که از طریق بهبود تعادل میکروبی بر میزبان تأثیر مثبت می گذارد". همچنین، Salminen و همکاران (1999) تعریف پروبیوتیک را این گونه ارائه کردند: "پروبیوتیک ها فرآورده هایی از سلول های میکروبی یا اجزایی از سلول های میکروبی هستند که اثرات مفیدی روی سلامت میزبان دارند". در این تعریف لزوم زنده بودن سلول های مرتبط با تغذیه نادیده گرفته شد.
روشن است که اختلافات زیادی در درک واقعی اصطلاح "پروبیوتیک" وجود دارد. از آنجا که پروبیوتیک ها در آبزی پروری هم استفاده می شوند، تعاریف بایستی اصلاح شوند. در جانوران آبزی نه تنها دستگاه گوارش مهم است، بلکه آب محیط پرورش هم دارای اهمیت می باشد (Gomez-Gil et al., 2000).
به طور خلاصه می توان پروبیوتیک را اینگونه تعریف نمود: "پروبیوتیک ها باکتری های بی ضرری هستند که به سلامت جانور میزبان کمک می کنند و بطور مستقیم یا غیر مستقیم، میزبان را در بر ابر عوامل بیماریزای باکتریایی محافظت می نمایند" ( Irianto et al.,2000).
1-2-1- ضرورت استفاده از پروبیوتیک ها در آبزی پروری
در سیستم های متراکم تولید تخم و لارو، آب با روش های گوناگونی مانند فیلتر کردن تصفیه می شود و با این کار عده ای از باکتری ها از سیستم خارج می شوند که این عمل ممکن است تعادل بین جمعیت میکروب ها را از بین ببرد یا سبب تکثیر باکتری های فرصت طلب گردد و یا باعث توسعه جمعیت باکتری های پیش بینی نشده شود. بنابراین برای کنترل میکروبی سیستم، روش های بهتری مورد نیاز است (Olafsen, 1998).
در طی دوره انکوباسیون یا پرورش لارو، میان کنش های متفاوتی بین باکتری ها و سطوح روده جاندار ممکن است رخ دهد که احتمالاً منجر به تشکیل میکروفلور بومی در موجود می گردد و یا زمینه ساز بروز عفونت می گردد. از این رو برای موفقیت در تولید متراکم و انبوه استفاده از روش هایی برای تقویت سیستم های دفاع طبیعی جاندار ضروری بنظر می رسد ( Olafsen, 1998). از دیگر کاربردهای پروبیوتیک بهبود تعادل میکروبی روده و در نتیجه بهبود جذب غذا می باشد (Parker, 1974 ; Fuller, 1989).
در سیستم های آبزی پروری، میکروب ها از اهمیت ویژه ای برخوردار بوده و بر عملکرد رشد اثرات ویژه ای نشان می دهند. علت این امر تا حدی مربوط به ارتباط مستقیم بیماری ها و کیفیت آب، با عوامل میکروبی است. اخیراً در آبزی پروری بمنظور حفظ شرایط اکولوژیک، از پروبیوتیک به جای آنتی بیوتیک استفاده می شود و تکنیک انتقال باکتری به لارو ضروری است (Skjermo & Vadstein, 1999). احتمالاً در فرایند . بمنظور استفاده از پروبیوتیک ها در آبزی پروری، در نظر گرفتن الزاماتی نظیر وجود باکتری با کیفیت مناسب بعنوان پروبیوتیک هاضمه دوکفه ای ها، باکتری ها آنزیم های خارج سلولی همانند پروتئاز و لیپاز تولید کرده و فاکتورهای لازم را برای رشد فراهم می آورند. همچنین احتمالاً باکتری ها در تغذیه بی مهرگان دریایی و ماهی ها نیز نقش دارند (Olafsen, 1998). این گونه باکتری ها با تولید مواد سلولی یا میکرونوترینت هایی شبیه اسیدهای چرب ضروری (Ringo et al.,1995)، ویتامین ها ( Sugita et al.,1998)، مواد معدنی یا حتی آنزیم ها به تغذیه کمک می نمایند.
حضور باکتری های اسید لاکتیک در دستگاه گوارش دلیلی بر وجود تخمیر در روده می باشد، این باکتری ها روی هیدرات های کربن پیچیده همچون نشاسته و سلولز تاثیر گذاشته و آنها را به ترکیبات ساده تر تبدیل می کنند تا جذب و سنتز ویتامین های خانواده B و ویتامین K در لوله گوارش صورت گیرد (Hansen & Olafsen, 1999). در اکوسیستم های آبی ارتباط بین میکروارگانیسم ها و دیگر واحدهای زنده و همچنین جریان مداوم آب، میان دستگاه گوارش ماهیان و بی مهرگان، همه بر روی میکروفلور بومی تاثیر می گذارد(Olafsen, 1998). ایجاد کلنی های پروبیوتیک در امعا و احشا احتمالاً در اثر مصرف آن از محیط آبی اطراف می باشد که سبب تعدیل فلور امعا و احشا میشود و باعث بهبود رشد و بقای لاروها میگردد.
این امکان وجود دارد که پروبیوتیک ها همانند یک ماده فعال کننده مکانیسم های دفاعی عمل نمایند ( Raa, 1996). باکتری های پروبیوتیک هوازی با مصرف اکسیژن، شرایط لوله گوارش را برای عوامل بیماریزا هوازی سخت می نمایند و برای آنها محدودیت ایجاد می نمایند و از رشد آنها جلوگیری می کنند. همچنین از لحاظ فضا و غذا نیز با آنها رقابت می کنند. در این میان تعدادی از پروبیوتیک ها اجباراً از بین میروند.
در واقع استفاده از پروبیوتیک ها در آبزی پروری، باعث کاهش سطح ترکیبات آنتی میکروبیال (بویژه آنتی بیوتیک ها) بکار رفته، افزایش میزان اشتها و یا مقدار رشد گونه های پرورش یافته می شود)
Irianto & Austin, 2002)). شاید بتوان مهمترین ویژگی پروبیوتیک ها را در این دانست که ضمن کاهش بیماری و بهبود ضریب تبدیل غذایی در دام و طیور، هیچ باقیمانده ای در بافت ها نداشته و بر خلاف پادزیست ها مقاومت میکروبی ایجاد نمی نمایند. مطمئناً، پروبیوتیک ها نبایستی برای میزبان ضرر داشته باشند (Salminen et al., 1999) و آنها غیر بیماریزا و غیر سمی بوده و می توانند موجب پیشگیری از بروز اثرات جانبی نامناسب باشند. آنها بایستی در یک محدوده دمائی و دامنه شوری مشخصی مؤثر باشند ((Fuller, 1989 .
1-2-2- خطرات مصرف آنتی بیوتیک ها
امروزه درمان با مداخله میکروارگانیسم ها به چند دلیل مورد توجه می باشد (رنجبرو میرنژاد، 1380; Rengpipat et al., 1998):
درمان با آنتی بیوتیک بطور موفقیت آمیزی برای کل عوامل عفونی مثمر ثمر واقع نشده است، اگرچه بدون شک بعضی از مسائل را حل نموده ولی بعضاً خود مساله ساز بوده است.
درمان با آنتی بیوتیک وضعیت فلور معمولی محافظت کننده بدن را بر هم می زند و موجود را نسبت به سایر عفونت های فرصت طلب مستعد می نماید و موجب افزایش نگرانی و ترس از ایجاد سویه های میکروبی مقاوم به آنتی بیوتیک در اثر استعمال گسترده آن شده است. با استفاده از آنتی بیوتیک های مشابه، سویه های میکروبی نسبت به آنها مقاومت پیدا می کنند و به سرعت رشد یافته و تکامل می یابند.
1-2-3- نحوه عمل پروبیوتیک ها
1-2-3-1- تولید ترکیبات ممانعت کننده (Inhibitory Component)
باکتری های پروبیوتیکی ترکیبات شیمیایی مختلفی تولید می کنند، که موجب از بین رفتن سایر باکتری ها و یا توقف فعالیت آنها می گردد (Verschuere et al., 1999). به نظر می رسد تولید مواد ممانعت کننده می تواند در داخل و یا سطح روده و حتی در محیط پرورشی، به عنوان سدی موجب جلوگیری از رشد و نمو عوامل بیماری های فرصت طلب گردد. معمولاً اثر ضد باکتریایی باکتری ها می تواند بعلت تولید برخی از عوامل زیر به تنهایی و یا بصورت ترکیبی باشد: تولید آنتی بیوتیک ها ) Williams & Vickers, 1986)، باکتریوسین ها (Bruno & Montville, 1993 و Boyd et al., 1984)، سیدروفورها ( Pybus et al., 1994،
Yoshida et al., 2002 و Braun, & Braun, 2002)، لیزوزیم ها، پروتئازها، هیدروژن پراکساید ها و یا تغییر میزان pH از طریق تولید اسیدهای آلی (Sugita et al., 1997 و Ringo & Gatesoupe, 1998)، دی اکسید کربن (Gill, 2003). تعدادی ازمحققین ترکیباتی کشف و مشاهده نموده اند. بعنوان نمونه، Nair و همکاران (1985) نشان دادند که تعداد قابل توجهی از باکتری های دریایی، آنزیم های باکتریولیتیک علیه باکتری Vibrio parahaemolyticus تولید می کنند. همچنین،Imad و همکاران (1985)، Alteromonas SB-10-31 را از نواحی نزدیک ساحل دریای ژاپن جداسازی نمودند. آنها نشان دادند که این باکتری قادر است یک پروتئاز آلکالینی ممانعت کننده که موناستاتین نامیده می شود، تولید کند. در آزمایش فعالیت ممانعت کنندگی موناستاتین علیه پروتئاز بدست آمده از Aeromonas hydrophila و پروتئاز تیول بدست آمده از Vibrio anguillarum، به اثبات رسید (هر دو باکتری مذکور عوامل بیماریزای ماهی هستند) (Verschuere et al., 1999).
1-2-3-2- رقابت بر سر مکان های اتصال
موجودات پروبیوتیکی برای مکان های اتصال و غذا در سطح مخاطی روده رقابت می کنند و در نتیجه از تشکیل کلونی باکتری های بیماریزا پیشگیری می کنند ( Vanbelle et al., 1990). قدرت اتصال باکتری های پروبیوتیکی ظاهراً طی مرحله سکون رشد بیشتر از مرحله رشد لگاریتمی است (Vine et al., 2004). اتصال ممکن است غیراختصاصی، بر پایه فاکتورهای فیزیکوشیمیایی و یا اختصاصی باشد. محل اتصال می تواند در بر گیرنده مولکول های چسبیده به سطح باکتری های متصل به روده و یا مولکول های گیرنده روی سطح سلول های مخاطی روده باشد (Salminen 1996). توانایی پروبیوتیک ها برای چسبیدن به موکوس روده احتمالاً می تواند ایجاد عفونت روده را توسط برخی از عوامل بیماریزا متوقف می کند. البته اتصال پروبیوتیک ها به دیواره روده یا سایر بافت ها لزوماً نشان دهنده رقابت بر سر مکان های اتصال به عنوان تنها روش عملی اثر پروبیوتیک ها نیست. این نکته که باکتری ها قادر به تشکیل کلونی، مثلاً در دیواره روده ماهی، هستند و نقش حفاظتی شان از طریق ترشح ترکیبات ممانعت کننده اعمال می نمایند، کاملاً پذیرفته شده است (Verschuere et al., 2000). توانایی اتصال و رشد در سطح روده یا درون موکوس خارجی در شرایط آزمایشگاهی در مورد برخی عوامل بیماریزا در ماهی از قبیلV. anguillarum وA. hydrophila ( Krovacek et al., 1987 ; Garcýa de la Banda et al., 1992) و همچنین برای پروبیوتیک های مانند Carnobacterium SK1 و بسیاری از پروبیوتیک های تخلیص شده نشان داده شده است. همچنین نقش ممانعت کنندگی برایV. anguillarum ( Olsson et al., 1992) نیز به اثبات رسیده است. در یکی از این مطالعات، هدف ارزیابی توانایی سویه های پروبیوتیکی در اتصال یا رشد در موکوس روده ای در شرایط آزمایشگاهی بوده تا پتانسیل آنها در تشکیل کلونی در توربوت پرورشی، به عنوان روشی برای پیشگیری از عفونت میزبان باV. anguillarum بررسی گردد (Olsson et al., 1992).
1-2-3-3- رقابت جهت جذب و مصرف مواد مغذی
پروبیوتیک ها از مواد مغذی که توسط میکروب های بیماریزا مصرف می شوند، استفاده می کنند و در نتیجه محیط را از مواد غذایی مورد نیاز برای سایر میکروارگانیسم ها تهیه می نمایند و موجب بروز مشکلاتی برای رشد آنها می شوند .در تئوری، رقابت بر سر مواد مغذی می تواند نقش مهمی در ترکیب توده زنده میکروبی روده یا محیط زیست موجودات آبزی پرورشی، ایفا نماید.(Ringo & Gatesoupe, 1998). اما تاکنون مطالعات جامعی در این زمینه انجام نگرفته است. از اینرو بکارگیری صحیح و بجای اصل رقابت بر سر مواد مغذی در شرایط طبیعی کاری آسان نبوده و وظیفه اصلی اکولوژیست های میکروبی است (Verschuere et al., 1999).
Verschuere و همکاران (1999) سویه های مختلف باکتریایی را که اثر مثبتی بر روی بقاء و رشد آرتمیای جوان داشتند، انتخاب نمودند. آزمایش های آنتاگونیستی در شرایط in vitro و آزمایشات فیلتری نشان داد که هیچ ترکیب ممانعت کننده خارج سلولی در عمل حفاظتی این سویه ها علیهVibrio  proteolytics CW8T2 شرکت نداشته اند. اما سلول های زنده این سویه در حفاظت آرتمیا در برابر عامل بیماریزا ضروری بنظر می رسند یافته های اخیر بر این نکته اشاره دارند که باکتری های انتخاب شده عمل حفاظتی شان را از طریق رقابت با عامل بیماریزا بر سر دسترسی به مواد مغذی و انرژی اعمال می کنند.
1-2-4- معیارها و روشهای انتخاب پروبیوتیک
نخستین و مهمترین هدف ازکاربرد پروبیوتیک ها، حفظ یا ایجاد مجدد رابطه مطلوب بین میکروارگانیسم های بیماریزا و مفید است که فلور موکوس پوست و روده ماهی را تشکیل می دهند. بنابراین یک پروبیوتیک مناسب بایستی برخی خصوصیات خاصی که اثر مثبت آن را تأیید نماید، داشته باشد( Ali, 2000).
اکثر مطالعات انجام گرفته در زمینه اثر پروبیوتیک ها بر جانوران آبزی پرورشی بر کاهش مرگ و میر و بالعکس، افزایش بقاء (Moriarty, 1998 ; Skjermo & Vadstein, 1999 Chang & Liu, 2002 ; ; Irianto & Austin, 2002)، افزایش مقاومت در برابر بیماری (Gatesoupe, 1994)، توانایی چسبندگی و تشکیل کلونی در روده ( Joborn et al., 1997)، توانایی کاهش تعداد سلول های باکتریایی در کلیه، تولید پلی آمین ها و فعالیت آنزیم های گوارشی (Tovar et al., 2002) و تکامل سیستم ایمنی غیر اختصاصی توسط سیستم های داخل سلولی، مثلاً افزایش فاگوسیتوز و فعالیت های لیزوزیمی ( ;Irianto, & Austin, Panigrahi et al., 2004 ; Gullian et al., 2004) بوده است. اثر مثبت پروبیوتیک ها برمیزبان نظیر، سم زدایی از ترکیبات مضر موجود در غذا و بهبود مواد مغذی آن، تجزیه کردن اجزای غیر قابل هضم موجود در جیره غذایی توسط آنزیم های هیدرولیتیک من جمله آمیلاز و پروتئاز، تولید ویتامین ها مثل بیوتین و B12، تولید ترکیباتی که آنتاگونیست عوامل بیماریزا هستند و در نهایت تحریک سیستم ایمنی میزبان تاکنون گزارش شده اند. روشن است که یک پروبیوتیک مفروض می تواند بیش از یک پاسخ حفاظتی را در میزبان القا نماید. همچنین پروبیوتیک های مختلف می توانند اثرات جداگانه و مشخصی را بر میزبان بگذارندIrianto, 2002) Austin &). دوام پروبیوتیک ها در دستگاه گوارش می تواند منعکس کننده شرایط سن و بهداشت و سلامتی ماهی باشد. مثلاً تجویز پروبیوتیک ها درماهیان جوان، در هنگام انجام اولین مراحل تغذیه و در ماهیان بزرگتر پس از مصرف آنتی بیوتیک ممکن است منجر به تشکیل کلونی بلندمدت از باکتری های پروبیوتیکی در دستگاه گوارش گردد. روش های انتخاب باکتری پروبیوتیکی برای استفاده در پرورش موجودات آبزی شامل مراحل زیر می باشد (Gomez-Gil et al., 2000):
1-2-4-1- جمع آوری اطلاعات زمینه ای
پیش از انجام فعالیت های تحقیقاتی در زمینه توسعه پروبیوتیک ها، در مورد فعالیت های پرورشی و توسعه اقتصادی مزارع پرورشی هم باید بررسی شود. مروری بر مقالات علمی در دسترس و اطلاعات گسترده مربوط به نحوه پرورش در مزارع پرورشی هم باید انجام شود تا تعیین گردد که آیا استفاده از پروبیوتیک میسر است یا خیر؟ وضعیت محیط زنده و غیر زنده اشغال شده توسط موجودات پرورشی با تأکید بر میکروب های موجود و ارتباط بین میکروب های محیط و ظرفیت نگهداری میکروب نیز از جمله مواردی است که بایستی مورد بررسی واقع گردد (Verschuere et al. 2000).
1-2-4-2- تهیه پروبیوتیک
تهیه یک پروبیوتیک مناسب از اهمیت ویژه ای بر خوردار است. ضروریست برای سویه های به کار گرفته شده در فرآورده های پروبیوتیک با مصرف خوراکی ، مقاومت در برابر آنزیم های دستگاه گوارش و دهان از مهمترین معیارهای انتخاب و گزینش می باشد ( مطلبی و همکاران ، 1389).
1-2-4-3- ارزیابی توان پروبیوتیک در جهت خارج سازی سویه های بیماریزا
با استفاده از آزمایش های in vitro توانایی سویه های جداسازی شده را می توان ارزیابی نمود(Gram et al.,2001).
1-2-4-4- ارزیابی امکان بیماریزایی پروبیوتیک
پیش از استفاده از یک باکتری به عنوان پروبیوتیک، لازم است که عدم بیماریزایی آن در میزبان تأیید شود. بنابراین موجودات پرورشی بایستی به همراه پروبیوتیک انتخاب شده، تحت شرایط نرمال و استرس مورد آزمایش قرار گیرند. این کار را می توان با تزریق یا غوطه وری میزبان در سوسپانسیون پروبیوتیک انتخاب شده، یا افزودن پروبیوتیک به محیط پرورشی، انجام داد (Gomez-Gil et al., 2000).
1-2-4-5- ارزیابی اثر پروبیوتیک بر میزبان
اثر پروبیوتیک انتخاب شده بایستی به صورت in vivo هم آزمایش شود. وقتی اثر پروبیوتیک به صورت مصرف در غذا در نظر گرفته شود، پروبیوتیک های انتخاب شده را می توان به محیط پرورش گونه آبزی مورد نظر افزوده و اثرشان را بر رشد و باز ماندگی ارزیابی نمود. اگرچه هنگامیکه کنترل زیستی توده میکروبی مورد نظر است، به نظر می رسد آزمایش های in vivo ابزاری مناسب جهت ارزیابی اثر بالقوه پروبیوتیک انتخاب شده بر میزبان باشد(Kesarcodi-Watson et al., 2008).


پروبیوتیک را می توان به روش های مختلف به میزبان یا محیط اطرافش اضافه نمود:
-اضافه کردن به جیره غذایی (Irianto & Austin, 2002)
-افزودن به آب پرورش (Verschuere et al., 2000)
-غوطه وری ( Austin et al. 1995)
-اضافه کردن از طریق غذای زنده (Gomez-Gil et al. 1998 ;Dhert et al. 1990 ; Robles et al. 1998)
1-2-4-6- تولید انبوه، ارزیابی سود اقتصادی
این مرحله، آخرین مرحله انتخاب پروبیوتیک است. آزمایشات اولیه بایستی در محیط یک سالن تفریخ در مزارع پرورشی انجام شود تا اثرات اقتصادی کاربرد پروبیوتیک مورد ارزیابی واقع گردد. فاکتور مهم در ارزیابی اقتصادی، امکان تولید انبوه یک پروبیوتیک است. همچنین، ممکن است قوانین محدودکننده ای در مورد کاربرد آنها در یک کشور وضع شده باشد. از اینرو بایستی پیش از آنکه کاربردهای تجاری در این خصوص آغاز شود، به آنها توجه بیشتری معطوف گردد. در پایان بایستی تعیین شود که آیا پروبیوتیک ها را می توان در عمل بکار برد یا خیر؟ بر اساس تعریف Fuller (1987)، یک پروبیوتیک بایستی برای میزبان سودمند باشد، قادر باشد در دستگاه گوارش باقی بماند، قابلیت تولید به صورت تجاری را داشته باشد، یعنی در سطح وسیع رشد کند و تولید آن اقتصادی بوده و در شرایط طولانی مدت در انبار و مزرعه، پایدار و مؤثر بماند.
به طور خلاصه، انتخاب باکتری های پروبیوتیکی یک فرایند تجربی مبتنی بر شواهد علمی محدود بوده است. بسیاری از تجارب ناموفق در زﻣﻴﻨﺔ تحقیقات در خصوص پروبیوتیک ها را می توان به انتخاب میکروارگانیسم های نامناسب نسبت داد. توسعه پروبیوتیک های قابل استفاده در کاربردهای تجاری در آبزی پروری یک فرایند چند جانبه و چند مرحله ای است، که نیازمند تحقیقات بنیادی و تجربی بوده و نیز مستلزم انجام آزمایشات در مقیاس وسیع و ارزیابی اقتصادی کاربرد آن است. لازم است که مراحل انتخاب برای میزبان های مختلف و محیط های متفاوت تغییر و اصلاح گردند((Verschuere, et al., 2000
1-3- سیستم ایمنی در ماهیان
اختلاف عمده موجود در سیستم ایمنی از نظر تشریحی بین ماهی و پستانداران، فقدان مغز استخوان و گره های لنفاوی در ماهیان است. تیموس، کلیه و طحال بافت های اصلی لنفوییدی در ماهیان استخوانی حقیقی اند. در حالی که تیموس در ماهی یک اندام لنفوییدی اولیه به حساب می آید ، اندام های لنفوییدی ثانویه تنوع قابل توجهی را نشان می دهند. بافت های لنفوییدی اغلب در اندام هایی تشکیل می شوند که جریان سینوزوییدی داشته و سلول های لنفوییدی در آنها جمع شده و به حضور آنتی ژن ها پاسخ دهند. این اندام ها در ماهیان عبارت اند از : کلیه و طحال. کبد پوست و روده نیز از اجزا مهم سیستم های دفاعی ماهیان هستند. کلیه ، طحال و کبد اندام های اصلی و پاکسازی کننده محسوب می شوند ، بطوریکه سلول های اندوتلیال و ماکروفاژها آنها به شدت نسبت به مواد خودی و غیر خودی که باید از گردش خون حذف شوند ، خاصیت آندوسیتوز دارند (سلطانی، 1387).
مهم ترین اندام ها و بافت های سیستم ایمنی ماهیان شامل تیموس، آبشش ها، پوست، کلیه اندام اپی گونال، خون، طحال، بافت مننژی، فلس ها، کبد، اجسام غاری شکل، قلب گره های لنفاوی یا اندام لیدیگ دیواره مری، مجرای گوارشی و ترشحات موکوسی و صفراوی می باشد. ایمنی در ماهیان به دو صورت اختصاصی و غیر اختصاصی تظاهر می یابد (سلطانی، 1387).
1-3-1- ایمنی غیر اختصاصی
سیستم ایمنی غیر اختصاصی، ماهی را به طیف وسیعی از عوامل بیماریزا مصون می سازد و علت مقاومت
یک فرد به یک عامل خاص بیماریزا نیز همین سیستم دفاعی می باشد (جلالی جعفری، 1377). امروزه تحقیقات در زمینه نحوه عملکرد سیستم ایمنی غیر اختصاصی ماهیان و تولید جمعیت های مقاوم به انواع عوامل بیماریزا متمرکز شده است (Galindo-Villegas & Hosokawa, 2004). دفاع غیر اختصاصی بر پایه گیرنده هایی است که الگوهای مولکولی خاصی را شناسایی می کنند. این مولکول ها در سلول های میکروبی (باکتری ها، قارچ ها و ویروس ها) وجود دارند. اما در خود میزبان دیده می شوند و هر مولکول نا آشنایی که باعث بیان ژن گیرنده خود شود محکوم به مرگ خواهد بود. سیستم ایمنی غیر اختصاصی پاسخ های سازشی را سبب شده و در حفظ هموستازی بدن شرکت می کند (Magnadottir, 2006). علاوه بر این، در القا سیستم ایمنی اکتسابی نیز شرکت دارد که از طریق تولید واسطه های خاصی در سلول ها مواجه شده با عامل خارجی صورت می گیرد (Jones, et al., 1993).
مهم ترین اجزا و سیستم ایمنی غیر اختصاصی شامل موارد زیر می باشند (جلالی جعفری،1377 و Magnadottir, 2006):
عوامل فیزیکی: شامل فلس ها، موکوس و پوست است. موکوس علاوه بر به دام اندازی و ریزش و تجدید شدن، واجد لستین، پنتراکسین، لیزوزیم، پروتئین های خنثی کننده و ایمونوگلبولین ها نیز می باشد.
عوامل سلولی: نظیر سلول های فاگوسیتوزی (گرانولوسیت ها، مونوسیت ها و ماکروفاژها) هستند. که به دو دسته ثابت (مثل سلول های موجود در بافت لنفوئیدی دستگاه گوارش) و متحرک (ماکروفاژها، نوتروفیل ها،...) تقسیم می شوند.
عوامل خونی: این تقسیم بندی به دلیل ویژگی های شناسایی عوامل نا آشنا یا نحوه عملکرد آنها می باشد. ترانسفرین از طریق رقابت برای آهن (جذب سطحی) مانع رشد باکتری ها می گردد. انترفرون نیز پروتئین ضد ویروسی است. آنزیم های پروتئازی ممانعت کننده نیز در مایعات بدنی ماهیان شناسایی شده اند.
1-3-1-1- ایمنی غیر اختصاصی ( ترکیبات مایع)
ساز و کارهای ایمنی مایعات بدن در ماهیان نقش مهمی در همه مراحل رفع یک عفونت دارند. دفاع غیر اختصاصی مایعات بدن ماهی شامل پروتئازها ، لیزین ها و آگلوتینین های موجود در ترشحات موکوسی ، به عنوان اولین خط دفاعی عمل می کنند. در حالی که سلول های پوشش مخاطی دومین سد دفاعی در برابر تهاجم میکروارگانیسم ها محسوب می شوند.
مواد گوناگون ضد میکروبی مانند تریپسین، لیزوزیم، آگلوتینین ها، عامل مکمل، پروتئین فاز حاد و دیگر عوامل لیز کننده در سرم و در موکوس پوست، آبشش ها و روده از جمله عواملی بوده که به عنوان اولین خط دفاعی در ماهی عمل کرده و مانع از چسبیدن و تثبیت میکروارگانیسم ها بر سطوح پوششی خارجی (پوست و آبشش ها) و داخلی (مجرای گوارشی) می شوند. این مواد به طور غیر اختصاصی از رشد و تکثیر عوامل عفونی بیماریزا مثل باکتری ها، قارچ ها، انگل ها و ویروس ها جلوگیری می کنند. این ترکیبات اغلب از نوع پروتئینی یا گلیکوپروتئین بوده و ترکیبات مشابه آنها و یا پیش ساز آنها نیز در همولنف بی مهرگان وجود دارد (سلطانی ، 1387).
1-3-1-1-1- لیزوزیم
لیزوزیم نقش مهمی برای مواجهه با عوامل بیماریزای عفونی در ماهیان ایفا می کند.در ماهیان لیزوزیم اغلب در بافت های غنی از گلبول های سفید مانند قسمت قدامی کلیه و بافت های پوست ، آبشش و دستگاه گوارش یافت می شود (سلطانی، 1387).لیزوزیم یک نوع واکنش ایمنی غیر اختصاصی است که توسط گلبول های سفید منتشر و در بافت های مختلف و خون ترشح می شود. (سلطانی، 1387؛ Sakai, 1999).
1-3-1-1-2- سیستم عامل مکمل (کمپلمان) در ماهیان
کمپلمان به صورت یک سیستم پروتئینی سرمی است، که عمل همولیز با واسطه ایمنی را انجام میدهد، و فعالیتهای بیولوژیکی متنوعی را نیز انجام میدهد( سلطانی، 1387).
سیستم کمپلمان نقش کلیدی در ایمنی ذاتی و اکتسابی و هشدار دادن به سیستم ایمنی میزبان در رابطه با حضور عوامل بیماریزا و برداشتن ان مانع (عامل بیماریزا) بازی می کند (Boshra and Sunyer, 2006 ; Sunyer and Lambris, 1999; Gasque, 2004 ).
1-3-1-2- ایمنی غیر اختصاصی (سلولی)
واکنش های التهابی و واکنش های ناشی از فعالیت گرانولوسیت ها ، مونوسیت ها و لنفوسیت ها ساز و کارهای دفاع غیر اختصاصی سلولی را در ماهیان تشکیل می دهند که در پاسخ به شرایط مختلفی مانند عفونت های باکتریایی ، ویروسی ، قارچی ، تک یاخته ای و انگلی به وقوع می پیوندند. (سلطانی، 1387).
سلول های فاگوسیت کننده ماهیان شامل نوتروفیل ها ، ماکروفاژها ، لنفوسیت ها ، منوسیت ها، ترومبوسیت ها ، بازوفیل ها و ائوزینوفیل ها می باشند که بیشترین نقش را ماکروفاژها و بعد نوتروفیل ها بر عهده دارند(سلطانی، 1387).
1-3-1-2-1- لنفوسیت ها
این سلول ها از سلول های مهم ایمنی می باشند و عبارت اند از : سلول های B که در اندام های مانند بخش قدامی کلیه ، طحال و قسمت قدامی قلب و شاید در کبد و سلول های T در تیموس تمایز می یابند (سلطانی ، 1387).معمولاً تعداد لنفوسیت ها در خون ماهی ، به استثنای گلبول های قرمز از سایر سلول ها بیشتر و در حالات مختلف ماهی و به خصوص در هنگام بیماری ها تفاوت دارد (ستاری، 1381).
1-3-1-2-2- نوتروفیل ها
اکثر ماهیان دارای این نوع سلول می باشند. این نوع سلول ها در ماهیان بیشترین گلبول های سفید چند هسته ای را تشکیل می دهند. (Stoskopf, 1993).
وظیفه نوتروفیل ها دفاع علیه عفونت های باکتریایی است. در اثر تحریکات تورمی به جریان خون مهاجرت
و در مرحله حاد تورمی به نواحی صدمه دیده تورمی نفوذ می کنند. این سلول ها به باکتری به صورت بیگانه خوار حمله نموده توسط فاگوزوم های داخلی آنها کشته و هضم می گردند. (تاکاشیما و هایبیا، 1994).
1-3-1-2-3- ائوزینوفیل ها
ائوزینوفیل ها از نظر اندازه مشابه نوتروفیل ها یا به مقدار جزئی کوچکتر از آنها هستند. (Stoskopf, 1993). گرانول ها به صورت پراکنده در سلول وجود دارند و اندازه و شکل آنها در گونه های مختلف و گاهی در بین سویه های مختلف یک گونه نیز متغیر است. قدرت بیگانه خواری آنها در مقایسه با نوتروفیل ها محدود تر است (Stoskopf, 1993).
1-3-1-2-4- مونوسیت ها
کمترین تعداد گلبول های سفید متعلق به مونوسیت ها می باشد و تعداد آنها حداکثر 2 درصد در ماهیان گزارش شده است (Kumar and Tembhre, 1998). در ماهیان مونوسیت های خونی عمل ماکروفاژی دارند. (تاکاشیما و هایبیا، 1994). مواد خارجی که توسط این سلولها گرفته می شوند، با آنزیم های هیدرولیتیک لیزوزیم های آنها کشته شده و سپس هضم می شوند. این سلول ها به عنوان سلول های خنثی کننده آنتی ژن نیز عمل می کنند (تاکاشیما و هایبیا، 1994).
1-3-2- ایمنی اختصاصی
بطور کلی اساس سیستم ایمنی اختصاصی بر این است که ماهیان را بطور انفرادی قادر به بقاء و حفظ تعادل داخلی خودشان در محیط می نماید. اندام هایی که در ایجاد واکنش دفاع اختصاصی نقش دارند شامل بخش قدامی کلیه، طحال و تیموس است (جلالی جعفری، 1377). سیستم ایمنی اختصاصی از نظر سرعت عمل کند بوده و در مراحل ابتدایی زندگی موجود فعال نمی باشد ولی باعث ایجاد ایمنی برای دفعات بعدی مجاورت با عامل بیماریزا می گردد (Magnadottir, 2006). پاسخ های ایمنی اختصاصی بر اساس اجزاء شرکت کننده در پاسخ به دو گروه زیر تقسیم بندی می شوند (عسگری و همکاران، 1386 و Rotllant et al., 1997):
الف - پاسخ های ایمنی همورال: با واسطه ملکول هایی در خون شکل می گیرند که مسئول شناسایی اختصاصی آنتی ژن ها و انهدام آنها می باشند و همانگونه که قبلاً نیز اشاره شد آنتی بادی نام دارند؛ بروز این پاسخ ها با واسطه لنفوسیت های B انجام می گردد.
ب- پاسخ های ایمنی سلولار: با واسطه سلولی که با واسطه لنفوسیت های T ایجاد می گردد.
ایمنی ذاتی که به عنوان ایمنی طبیعی نیز در ماهیان شناخته می شود دارای دو جزئ اصلی ن شامل عوامل طبیعی و سلول های فاگوسیت کننده (ماکروفاژها) می باشند. از این میان عوامل بازدارنده فیزیکی و شیمیایی لیزوزیم ها، از اهمیت و جایگاه ویژه ای برخوردار بوده و به عنوان یکی از شاخص های استرس محسوب می گردند (Fast, et al., 2002).
1-3-2-1- ایمنی هومورال
1-3-2-1-1- ایمونوگلوبولین M(IgM)
ایمونوگلوبولین ها در ماهیان همگی جزو ماکروگلوبولین ها هستند. ماهیان ایمونوگلوبولین مشابه IgG جانوران عالی را نداشته یا کمی از آن را دارند. در ماهیان فاقد فک ایمونوگلوبولین تنها به میزان کمی وجود دارد و به خوبی شناسایی نشده اند. در ماهیان فکدار ایمونوگلوبولین از نوع IgM و دارای یک زنجیره سنگین مشابه μ پستانداران است. هر مولکول ایمونوگلوبولین در ماهیان استخوانی از نظر ساختمانی تترامر بوده و شامل دو ناحیه اتصال به آنتی ژن یعنی انتهای آمینی و ناحیه تاثیر گذار انتهایی کربوکسی است که در مجموع 4 زیر واحد مونومری را تشکیل می دهد (سلطانی، 1387).
ایمونوگلوبولین ها دارای وظایف و عملکرد های مهمی هستند که از آن جمله می توان به موارد ذیل اشاره نمود:
1.خنثی سازی2. رسوب و آگلوتیناسیون و 3.خاصیت اپسونیزاسیون (فعالیت عامل مکمل در طی فاگوسیتوز توسط نوتروفیل ها و ماکروفاژها)فعال کردن عامل مکمل (سلطانی، 1387).
1-3-2-2- ایمنی با واسطه سلولی
لنفوسیت ها به طور واضح مسئول هر دو نوع پاسخ ایمنی اختصاصی هومورال و با واسطه سلولی اند. دو نوع از لنفوسیت ها عبارت اند از : سلول های T که در تیموس تمایز می یابند و مسئول ایمنی با واسطه سلولی اند و سلول های B که در اندام های غیر از تیموس مانند بخش قدامی کلیه ، طحال و قسمت قدامی قلب و شاید کبد تولید و تمایز می یابند (سلطانی، 1387).
1-4- اهمیت مطالعات خون شناسی در ماهیان
شناخت فاکتورهای خونی علاوه بر شناخت فیزیولوژی آبزی شاخص مهم و منحصر به فرد هر گونه است که آن را از سایر ماهیان متمایز میکند. اهمیت این شناخت نه تنها در تشخیص گونه مهم است بلکه از نظر اقتصادی نیز می تواند در شناسایی بیماری ها و تعیین شرایط بهداشتی و سلامت ماهی مفید باشد (Bahmani et al., 2001; Abdel-Tawwab et al., 2005).
بافت خون شاخص مهمی برای وضعیت فیزیولوژیک اندام های بدن در تشخیص سلامت یا بیماری و کنترل روند زیستی موجودات زنده بوده و تجزیه وتحلیل شاخص های خونی راهنمای ارزشمندی در سنجش وضعیت زیستی آبزیان می باشد (بهمنی، 1377).
1-4-1- شاخص های خونی
1-4-1-1- گلبول های سفید(White Blood Cells = WBC) (لکوسیت)
تعداد این سلول ها بسیار کمتر از گلبول های قرمز است (مشایی،1386). گلبول های سفید در خون ماهیان به دو دسته تقسیم می شوند:
-گرانولوسیت (دانه دار بوده و هسته چند قسمتی دارند) شامل نوتروفیل یا هتروفیل، ائوزینوفیل و بازوفیل
-آگرانولوسیت (فاقد دانه بوده و هسته تک قسمتی دارند) شامل لنفوسیت و مونوسیت (ستاری، 1381).
هر یک اعمال حیاتی متنوعی را بر عهده دارند. گلبول های سفید در برابر عوامل گوناگون بیماریزا در بدن ماهی مقاومت ایجاد می‌کنند و پاسخ های ایمنی مختلفی بوجود می‌آورند. وظیفه اصلی این سلول ها تولید پادتن می‌باشد. مونوسیت‌ها، ماکروفاژها و گرانوسیت‌ها، وظیفه بیگانه خواری دارند، بعلاوه گرانولوسیت ها موادی برای از بین بردن باکتری ها ترشح می‌نمایند.
1-4-1-2- گلبول های قرمز (Red Blood Cells = RBC) (اریتروسیت، هموسیت)
سلولهای گلبول قرمز بیضی شکل بوده و در ماهیان مانند دوزیستان، خزندگان و پرندگان هسته دار هستند. جمعیت گلبول های قرمز در خون محیطی ماهیان را عمدتاً گلبول های قرمز بالغ تشکیل می دهد(تاکاشیما و هایبیا، 1994). تعداد آنها با افزایش سن کمتر و در فصل جفتگیری دوباره افزایش می یابد (وثوقی و مستجیر، 1388). گلبول های قرمز یا اریتروسیت ها بیشترین فراوانی را در بین سلول های خونی دارند (ستاری، 1381).
1-4-1-3- شاخص های گلبول قرمز یا اندیس های خونی
مهم ترین این شاخص ها عبارت اند از: متوسط حجم گلبول قرمز (MCV)، متوسط هموگلوبین گلبول قرمز (MCH) و متوسط غلظت هموگلوبین سلولی (MCHC) که از طریق روابط ریاضی ذیل محاسبه می شوند (Houston, 1990).
1-4-1-4- هماتوکریت
هنگامی که خون کامل دارای ماده ضد انعقاد، سانتریفوژ می شود، فضایی که توسط گلبول های قرمز فشرده شده اشغال می شود را هماتوکریت می گویند که به صورت درصد گلبول های قرمز خون نسبت به خون کامل بیان می شود. (عامری مهابادی، 1378).در صورت وجود عوامل بیماریزا در بدن یا بهم خوردن تعادل تراکم مواد معدنی در خون یا هر دو، میزان هماتوکریت متغیر خواهد بود. بعلاوه، حجم بسیار زیاد هماتوکریت نیز خود می‌تواند بیانگر احتمال وجود شرایط محیطی نامساعد همراه با استرس باشد (Parker, 1974).
1-4-1-5- هموگلوبین
هموگلوبین کروموپروتئینی است که جز اصلی گلبول قرمز را تشکیل می دهد. هر گرم هموگلوبین هنگامی که کاملاً اشباع شده باشد، 34/1 میلی لیتر اکسیژن حمل می کند (عامری مهابادی، 1378).
چندین نوع هموگلوبین مختلف ممکن است در یک ماهی وجود داشته باشد که احتمالاً برای سازگاری سیستم حمل گاز با شرایط متغیر است (کیوانی،1384).
1-5- شاخصهای بیوشیمیایی
1-5-1- پروتئین کل پلاسما و آلبومین
تقریبا بین 5 الی 10 درصد پلاسمای خون را پروتئین های خون تشکیل می دهند. اغلب پروتئین ها توسط کبد و برخی نیز مانند آنتی بادیها توسط سیستم ایمنی ساخته می شوند. اگر چه تغییر در میزان پروتئین کل پلاسمای خون به عنوان یک شاخص اختصاصی مطرح نمی باشد ولی می تواند بیانگر یک تغییر متابولیک و یا آسیب شناسی باشد( کاظمی و همکاران، 1389). آلبومین سرم فراوان ترین پروتئین پلاسما می باشد. آلبومین ها اساساً در کبد ساخته شده و از خارج شدن خون از رگهای خونی جلوگیری می کنند. (دانیال زاده و همکاران، 1385).توتال پروتئین شامل آلبومین و گلوبولین های سرمی است. این ترکیب مانند آلبومین در بیماریهای حاد و مزمن کبدی و کلیوی کاهش می یابد (Densmore, 2001). در ماهیان واجد عفونت این فاکتور نیز بصورت معنی داری نسبت به ماهیان فاقد عفونت کاهش داشته است (Austin, 1993)
1-5-2- گلوکز
گلوکز می تواند به عنوان یکی از شاخصهای مهم در تعیین وضعیت فیزیولوژیک ماهی بکار رود.با افزایش مصرف گلوکز ومتابولیت های دیگر در بعضی گونه ها ذخایر گلیکوژن چربی ها کاهش می یابد و احتمالا پروتئین ها برای تامین انرژی شکسته می شوند ( کاظمی و همکاران، 1389).
1-5-3- گلوتامیک پیرویک ترانس آمیناز (SGPT)=ALT
گلوتامیک اکسالواستیک ترانس آمیناز (SGOT)AST=
دو آنزیم گلوتامیک پیرویت ترانس آمیناز) آلاتین آمینو ترانسقراز یا ALT) و گلوتامیک اکسالواستیک ترانس آمیناز(آسپارات آمینو ترانسفراز یا AST)، نقش بسیار مهمی در خنثی سازی عوامل سمی و نیز فعالیتهای متابولیکی کبد داشته و دو آنزیم کلیدی برای تعیین عملکرد کبد می باشند در عفونتهایی که آسیب کبدی را با خود به همراه دارند مقدار این آنزیم کاهش می یابد(Shariffi et a.l, 2001).
1-6- رابطه عوامل محیطی و میکروفلور دستگاه گوارشی
در اکثر موارد، زمانی که صحبت از میکروارگانیسمها میشود، آنها موجوداتی مضر و زیانبار تصور میشوند. چنین تصوری نمیتواند صحیح باشد، چرا که تعداد باکتریهای غیربیماریزا بمراتب بیش از باکتریهای بیماریزا است و بسیاری از گونههای غیربیماریزای باکتریها نه تنها مفیدند، بلکه برای ادامه حیات ضروری هستند. یک دسته از این باکتریها سودمند، آنهایی هستند که در دستگاه گوارش حیوانات زندگی میکنند. این میکروارگانیسمها تحتتأثیر عوامل مختلفی قرار میگیرند (شکل 1-2).
تنشهای محیطی، نوع جیره غذایی، داروها، سموم شیمیایی و همچنین شرایط آب و هوایی از جمله عواملی هستند که بر رشد میکروفلور روده تأثیرگذارند (فولر، 1380).

شکل 1-2- رابطه عوامل محیطی و میکروفلور دستگاه گوارش (فولر، 1380)
طی سالهای اخیر با استفاده از مواد افزودنی در خوراک دام و طیور بشدت مورد توجه متخصصین تغذیه و دام واقع شده است، یکی از مهمترین افزودنیها محصولاتی است که به طور زنده مستقیم در جیره به مصرف میرسند و در تجارت به نام پروبیوتیک شناخته شدهاند.
1-7- با کتری های اسید لاکتیک (LAB)
باکتریهای اسید لاکتیک به باکتریهایی اطلاق می شود که قادرند از تخمیر قند تولید اسید لاکتیک کنند . پرو بیو تیکها یا باکتریهای سلامت بخش جزو همین نوع باکتری هستند. استفاده از باکتریهای اسید لاکتیک در تولید فرآورده های غذایی تخمیری به حدود 4000 سال پیش بر می گردد . به طوریکه عملا آنها در تولید فرآورده هایی چون ماست و پنیر بکار می رفته اند. تحقیقات نشان می دهد علاوه بر نقش مهار کننده بر باکتریهای غیر مفید روده ، در متابولیسم لاکتوز، کاهش مصرف آنتی بیوتیک، افزایش جذب عناصر و ویتامینها و افزایش رشد و ایمنی نقش دارند(کاظمی و قدس، 1389)
این باکتری گرم مثبت بوده و برای تغذیه نیاز به کربوهیدرات، اسیدهای آمینه، پپتید، مشتقات اسید نوکلئیک و ویتامینها دارند.درک بهتر از بسیاری از عوامل موثر بر سطح جمعیت اسید لاکتیک باکتری های موجود در دستگاه گوارش برای تجارت آبزی پروری ممکن است جالب باشد. استخراج این باکتری ها از جدار روده نسبت به اندامهای دیگر بهتر است چون در آنجا در اکثر ماهی ها، بیشتر از اندام های دیگر ماهی این باکتری ها (LAB) یافت می شوند. عواملی که بر (LAB) تاثیر گذار است شامل دما، شوری، استرس، نوع تغذیه و استفاده از انواع پروبیوتیک می باشد (Ringo and Gatesoupe, 1998).
1-7-1- رده بندی علمی lactobacillus plantarum
سلسله: Bacteria
تقسیمات Firmicutes :
کلاس: Bacilli
راسته : Lactobacillales lactobacillus plantarum
خانواده : Lactobacillaceae (Orla-yensen 1919)
جنس : lactobacillus 1923 Bergey,.et al ,
گونه: l.plantarum
Lactobacillus plantarumیک گونه از باکتری میله ایی هوازی اختیاری و گرم مثبت است که اغلب به صورت تکی وجود دارد. این باکتری در pH 3.5 دارای بیشترین رشد می باشد (Balcazar et al, 2008)
اسپور تولید نمی کنند، کاتالاز منفی و اکسیداز منفی می باشند، این باکتری از کربو هیدرات به عنوان منبع انرژی استفاده کرده و (به عنوان محصول منحصر به فرد متابولیسم تخمیر همولاکتیک و یا به عنوان محصول نهایی عمده تخمیر هترو لاکتیک) اسید لاکتیک تولید می کنند.
Lactobacillus plantarum باکتری های اسید دوست هستند که در محیط های با pH بسیار پایین قابلیت زیست دارند.پروبیوتیکlactobacillus plantarum هوازی اختیاری، و با حساسیت کمتر به اکسیژن است.
فصل دوم

–284

2-6-2-1- تومورهای هیپوفیز31
2-6-2-2- هیپرپرولاکتینمی31
2-6-3- بالا بودن غلظت استروژن به طور مزمن31
2-6-4- نقص در فوران LH32
2-7- بیماری‌های موضعی تخمدان33
2-7-1- سندرم تخمدان چند کیستی33
2-7-1-1- زنان با یک مشخصه‌ی منحصر تخمدان‌های پلی‌کیستیک36
2-7-1-2- تعریف حاضر از تخمدان پلی‌کیستیک36
2-7-1-3- ویژگی‌های بالینی و بیوشیمیایی PCOS39
2-7-1-3-1- گنادوتروپین‌ها در PCOS39
2-7-1-3-1-1- ترشح نامناسب گنادوتروپین39
2-7-1-3-2- تولید استروئید در زنان PCOS40
2-7-1-3-2-1- ترشح آندروژن40
2-7-1-3-2-2- تولید استروئید در تخمدان40
2-7-1-3-2-3- هیپرآندروژنمی43
2-7-1-3-2-3-1- هیپرآندروژنیسم بالینی45
2-7-1-3-3- اختلالات تیروئیدی46
2-7-1-3-4- هیپرپرولاکتینمی46
2-7-1-3-5- خصوصیات متابولیکی در PCOS46
2-7-1-3-5-1- تحمل گلوکز46
2-7-1-3-5-2- مقاومت به انسولین47
2-7-1-3-5-3- کلیرانس و ترشح انسولین49
2-7-1-3-5-4- مقاومت انسولینی در زنان PCO50
2-7-1-3-5-5- فاکتورهای رشد شبه‌انسولینی در PCOS50
2-7-1-3-6- لپتین و PCOS52
2-7-1-3-7- لیپیدها و PCOS54
2-7-1-3-7-1- دیس‌لیپیدمی55
2-7-1-3-8- تنظیم وزن و انرژی55
2-7-1-3-9- هیرسوتیسم56
2-7-1-3-9-1- هیرسوتیسم ایدیوپاتیک57
2-7-1-3-10- اختلالات قاعدگی و خطر ابتلا به سرطان آندومتر58
2-7-1-3-11- ژنتیک PCOS59
2-7-1-3-12- مدیریت بالینی60
2-7-1-3-13- تغییرات نحوه‌ی زندگی61
2-8- ناهنجاری‌های متابولیک و خطرات سلامت همراه با آن‌ها62
2-9- معیارهای تشخیص PCOS64
فصل سوم: مواد و روش‌ها
3- 1- منشور اخلاقی66
3- 2- جامعه‌ی مورد مطالعه66
3- 3- نمونه‌گیری67
3-3-1- خون‌گیری وریدی67
3-4- آزمایش‌های بیوشمیایی67
3-4-1- اندازه‌گیری گلوکز67
3-4-2- اندازه‌گیری پروفایل لیپیدی68
3-4-3- اندازه‌گیری تری‌گلیسرید68
3-4-4- اندازه‌گیری کلسترول69
3-4-5- اندازه‌گیری لیپوپروتئین70
3-4-5-1- اندازه‌گیری لیپوپروتئین با دانسیته‌ی بالا به روش مستقیم70
3-4-5-2- اندازه‌گیری لیپوپروتئین با دانسیته‌ی پایین70
3-4-6- سنجش هورمونی71
3-4-6-1- اندازه‌گیری هورمون LH در سرم71
3-4-6-2- اندازه‌گیری هورمون FSH در سرم72
3-4-6-3- اندازه‌گیری هورمون تستوسترون در سرم73
3-4-6-4- اندازه‌گیری هورمون DHEA-S74
3-4-6-5- اندازه‌گیری هورمون پرولاکتین در سرم75
3-4-6-6- اندازه‌گیری هورمون آندروستندیون76
3-4-6-7- اندازه‌گیری هورمون پروژسترون در سرم76
3-4-6-8- اندازه‌گیری هورمون استروژن در سرم77
3-4-6-9- اندازه‌گیری هورمون TSH در سرم78
3-5- تکمیل پرسش‌نامه‌ها79
3-5-1- پرسش‌نامه‌ی کیفیت زندگی79
3-5-2- پرسش‌نامه‌ی دموگرافیک79
3-6- تجزیه و تحلیل‌های آماری79
فصل چهارم: نتایج
4-1- بررسی ویژگی‌های جمعیت‌شناختی زنان مورد مطالعه81
4-2- مقایسه‌ی هورمون‌ها در زنان PCOS با زنان سالم82
4-3- مقایسه‌ی عوامل خونی در زنان PCOS با زنان سالم87
4-4- مقایسه‌ی عوامل بالینی در زنان PCOS با زنان سالم89
4-5- بررسی ارتباط نمایه‌ی توده‌ی بدنی با پارامترهای مورد مطالعه90
4-5-1- بررسی ارتباط نمایه‌ی توده‌ی بدنی با هورمون‌های مورد مطالعه90
4-5-2- بررسی ارتباط نمایه‌ی توده‌ی بدنی با عوامل خونی مورد مطالعه91
4-6- بررسی ارتباط سن با پارامترهای مورد مطالعه92
4-6-1- بررسی ارتباط سن با هورمون‌های مورد مطالعه92
4-6-2- بررسی ارتباط سن با عوامل خونی مورد مطالعه92
4-7- بررسی ارتباط سطوح هورمون‌ها با تشخیص نهایی (PCOS- سالم)94
4-8- بررسی ارتباط سطوح عوامل خونی با تشخیص نهایی (PCOS- سالم)96
4-9- بررسی ارتباط بین هورمون‌های مورد مطالعه98
4-10- بررسی ارتباط بین عوامل خونی مورد مطالعه98
4-11- بررسی ارتباط بین عوامل خونی و هورمون‌های مورد مطالعه100
فصل پنجم: بحث
5-1- شایع‌ترین علایم بالینی در افراد مبتلا به PCOS101
5-2- شایع‌ترین عوامل خونی غیر طبیعی در افراد PCOS104
5-3- تغییرات هورمونی افراد PCOS105
5-4- متغیرهای دموگرافیک در بیماران PCOS106
5-4-1- رابطه‌ی توده‌ی بدنی با هورمون‌ها و عوامل خونی در بیماران PCOS106
5-4-1-1- رابطه‌ی توده‌ی بدنی و هورمون‌ها106
5-4-2- رابطه‌ی توده‌ی بدنی با عوامل خونی107
5-4-3- رابطه‌ی سن با هورمون‌ها و عوامل خونی در بیماران PCOS107
5-4-3-1- رابطه‌ی سن با هورمون‌ها107
5-4-3-2- رابطه‌ی سن با عوامل خونی108
5-5- اثرات متقابل متغیرهای دموگرافیکی، هورمونی و خونی در بیماران PCOS109
5-6- کیفیت زندگی بیماران PCOS110
5-7- نتیجه‌گیری کلی111
6- منابع114
7- پیوست‌ها127
8- چکیده‌ی انگلیسی129
فهرست جدول‌ها
عنوانصفحه

جدول 2-1- خلاصه‌ای از مطالعاتی نشان دهنده‌ی میزان شیوع تخمدان پلی‌کیستیک PCO به کمک اولتراسونوگرافی (برگرفته از Koivunen, 2001)36
جدول 2-2- مشخصات بافت‌شناسی تخمدان پلی‌کیستیک (برگرفته از Koivunen, 2001)37
جدول 2-3- معیار اولتراسونوگرافی برای تشخیص PCO (برگرفته از Koivunen, 2001)37
جدول 2-4- کرایتریای تشخیصی برای سندرم‌ تخمدان پلی‌کیستیک برطبق تعاریف مختلف منتشر شده، برگرفته از Conder & Escobar-Morreale, 2007 )65
جدول3-1- تعداد افراد مورد مطالعه67
جدول 3-2- مقادیر مورد انتظار برای سیستم تست LH به روش ELISA72
جدول 3-3- مقادیر مورد انتظار برای سیستم تست FSH به روش ELISA73
جدول 3-4- مقادیر مورد انتظار برای سیستم تست تستوسترون به روش ELISA74
جدول 3-5- مقادیر مورد انتظار برای سیستم تست پرولاکتین به روش ELISA76
جدول 4-1- مقایسه‌ی ویژگی‌های جمعیت‌شناختی زنان مبتلا به سندرم تخمدان پلی‌کیستیک و زنان سالم (کنترل)82
جدول 4-2- مقایسه‌ی هورمون‌های مورد بررسی زنان مبتلا به سندرم تخمدان پلی‌کیستیک و زنان سالم (کنترل)83
جدول 4-3- مقایسه‌ عوامل خونی زنان مبتلا به سندرم تخمدان پلی‌کیستیک و زنان سالم (کنترل)87
جدول 4-4- مقایسه‌ی عوامل بالینی زنان مبتلا به سندرم تخمدان پلی‌کیستیک و زنان سالم (کنترل)89
جدول 4-5- ضریب همبستگی اسپیرمن بین نمایه‌ی توده‌ی بدنی با هورمون‌های مورد بررسی در دو گروه زنان مبتلا و غیرمبتلا به PCOS91
جدول 4-6- ضریب همبستگی اسپیرمن بین نمایه‌ی توده‌ی بدنی با عوامل خونی مورد بررسی در دو گروه زنان مبتلا و غیرمبتلا به PCOS92
جدول 4-7- ضریب همبستگی اسپیرمن بین سن با هورمون‌های مورد بررسی در دو گروه زنان مبتلا و غیرمبتلا به PCOS93
جدول 4-8- ضریب همبستگی اسپیرمن بین سن با عوامل خونی مورد بررسی در دو گروه زنان مبتلا و غیرمبتلا به PCOS93
جدول 4-9- مقادیر حساسیت، ویژگی، ارزش اخباری مثبت و ارزش اخباری منفی هورمون‌های مورد بررسی در نقطه‌ی برش تعیین شده96
جدول 4-10- مقادیر حساسیت، ویژگی، ارزش اخباری مثبت و ارزش اخباری منفی عوامل خونی مورد بررسی در نقطه‌ی برش تعیین شده97
جدول 4-11- ضریب همبستگی اسپیرمن بین هورمون‌های مورد مطالعه در دو گروه زنان مبتلا و غیرمبتلا به PCOS99
جدول 4-12- ضریب همبستگی اسپیرمن بین عوامل خونی مورد مطالعه در دو گروه زنان مبتلا و غیرمبتلا به PCOS98
جدول 4-13- ضریب همبستگی اسپیرمن بین عوامل خونی و هورمون‌های مورد مطالعه در دو گروه زنان مبتلا و غیر مبتلا به PCOS 100
فهرست نمودارها
عنوانصفحه

نمودار 4-1- مقایسه‌ی هورمون LH زنان گروه PCOS و کنترل با استفاده از نمودار جعبه‌ای83
نمودار 4-2- مقایسه‌ی هورمون FSH زنان گروه PCOS و کنترل با استفاده از نمودار جعبه‌ای84
نمودار 4-3- مقایسه‌ی نسبت LH/FSH زنان گروه PCOS و کنترل با استفاده از نمودار جعبه‌ای84
نمودار 4-4- مقایسه‌ی هورمون تستوسترون زنان گروه PCOS و کنترل با استفاده از نمودار جعبه‌ای84
نمودار 4-5- مقایسه‌ی هورمون DHEA-S زنان گروه PCOS و کنترل با استفاده از نمودار جعبه‌ای85
نمودار 4-6- مقایسه‌ی هورمون پرولاکتین زنان گروه PCOS و کنترل با استفاده از نمودار جعبه‌ای85
نمودار 4-7- مقایسه‌ی هورمون آندروستندیون زنان گروه PCOS و کنترل با استفاده از نمودار جعبه‌ای85
نمودار 4-8- مقایسه‌ی هورمون پروژسترون زنان گروه PCOS و کنترل با استفاده از نمودار جعبه‌ای86
نمودار 4-9- مقایسه‌ی هورمون استروژن زنان گروه PCOS و کنترل با استفاده از نمودار جعبه‌ای86
نمودار 4-10- مقایسه‌ی هورمون TSH زنان گروه PCOS و کنترل با استفاده از نمودار جعبه‌ای86
نمودار 4-11- مقایسه‌ی گلوکز زنان گروه PCOS و کنترل با استفاده از نمودار جعبه‌ای87
نمودار 4-12- مقایسه‌ی کلسترول زنان گروه PCOS و کنترل با استفاده از نمودار جعبه‌ای88
نمودار 4-13- مقایسه‌ی LDL زنان گروه PCOS و کنترل با استفاده از نمودار جعبه‌ای88
نمودار 4-14- مقایسه‌ی HDL زنان گروه PCOS و کنترل با استفاده از نمودار جعبه‌ای88
نمودار 4-15- مقایسه‌ی تری‌گلیسرید زنان گروه PCOS و کنترل با استفاده از نمودار جعبه‌ای89
نمودار 4-16- مقایسه عوامل بالینی درزنان مبتلا و غیرمبتلا به PCOS90
نمودار 4-17- منحنی مشخصه‌ی عملکرد (ROC) در نقاط برش مختلف هورمون‌های مورد مطالعه در دو گروه زنان مبتلا و غیرمبتلا به PCOS94
نمودار 4-17- ادامه95
نمودار 4-18- منحنی مشخصه‌ی عملکرد (ROC) در نقاط برش مختلف عوامل خونی مورد مطالعه در دو گروه زنان مبتلا و غیرمبتلا به PCOS98
نمودار 4-18- ادامه98
فهرست شکل‌ها
عنوانصفحه

شکل 2-1- برش عرضی تخمدان (برگرفته از Chedumbarum Pillay, 2009)12
شکل 2-2- تصویر سونوگرافی یک تخمدان پلی‌کیستیک (برگرفته از Koivunen, 2001)38
شکل 2-3- مسیرهای ساخته شدن استروئیدها در فولیکول انترال تخمدان بر اساس دو گنادوتروپین (برگرفته از Koivunen, 2001)42
شکل 2-4- تاریخچه‌ی طبیعی زنان با PCOS (برگرفته از Koivunen, 2001)54
چکیده
سندرم تخمدان پلی‌کیستیک (PCOS)، شایع‌ترین بیماری مرتبط با عدم تخمک‌گذاری مزمن است و 6-4 درصد زنان را در سن باروری مبتلا می‌کند. PCOS یک اختلال اندوکرین اختصاصی یا مجزا با علت یا پاتوفیزیولوژی منحصر به فرد نمی‌باشد، بلکه در پاتوفیزیولوژی آن، عوامل ژنتیکی و محیطی در تعامل و ترکیب با یکدیگر می‌باشند. در واقع، به این اختلال می‌توان به عنوان مسیر نهایی مشترک در عدم تخمک‌گذاری نگاه کرد. هیرسوتیسم، آکنه، افزایش غیر طبیعی استروئیدوژنز تخمدانی و آدرنال که نشانه‌ای از هیپرآندروژنیسم است، در بیماران PCOS دیده می‌شوند. همچنین مقاومت انسولینی و سندرم متابولیک می‌توانند در این بیماران زمینه‌سازی برای بروز بیماری‌های قلبی- عروقی باشد.
در این تحقیق، هیرسوتیسم، عوامل خونی (گلوکز، تری‌گلیسرید، کلسترول، LDL، HDL) و عوامل هورمونی (LH، FSH، تستوسترون، DHEA، DHEA-S، پرولاکتین، پروژسترون، استروژن و TSH) و روابط متقابل میان آن‌ها در 400 فرد PCOS و 500 فرد سالم مورد بررسی و مقایسه قرار گرفت. نتایج نشان داد که از میان نشانه‌های بالینی مورد بررسی، علائمی چون موهای زائد، دردهای قاعدگی، قاعدگی نامنظم و تأخیر در قاعدگی بیماران PCOS جزو شایع‌ترین علائم در زنان ایرانی مورد مطالعه می‌باشند. همچنین مشخص شد که افسردگی، خستگی زودرس، آکنه و نازایی در زنان PCOS مورد بررسی، شیوع بیش‌تری داشت. مطالعه‌ی حاضر نشان داد که میانگین گلوکز، کلسترول، LDL و تری‌گلیسرید زنان PCOS به طور معنی‌داری بالاتر از گروه کنترل بود. علاوه‌بر این، هورمون‌های LH، FSH، تستوسترون، DHEA، DHEA-S، پرولاکتین، پروژسترون و استروژن در زنان PCOS بالاتر از زنان سالم بود. نتایج به‌دست آمده از تحقیق حاضر نشان داد که ارتباط معنی‌داری بین نمایه‌ی توده‌ی بدنی و هورمون‌های پرولاکتین و TSH در زنان ایرانی PCOS وجود دارد و این‌که این نمایه در زنان PCOS می‌تواند ارتباط مستقیمی با سطوح گلوکز، کلسترول، LDL و تری‌گلیسرید داشته باشد. مطالعات نشان داد که در زنان ایرانی PCOS، با افزایش سن نسبت LH به FSH افزایش می‌یابد. همچنین افزایش سن در این بیماران ارتباط مستقیمی با سطوح گلوکز، LDL و تری‌گلیسرید دارد. با استناد به نتایج حاصل از این تحقیق، هورمون LH در این بیماران نقش بسیار مهمی دارد، هرچند که جزئیات انواع آن و سن آغاز تغییرات مورد مطالعه قرار نگرفته است.

واژگان کلیدی: PCOS، عوامل هورمونی، عوامل خونی، هیرسوتیسم، آکنه، نمایه‌ی توده‌ی بدنی
فصل اول
مقدمه
سندرم تخمدان پلی‌کیست (PCOS) مهم‌ترین علت اولیگولاسیون و عدم تخمک‌گذاری در جمعیت زنان نابارور می‌باشد و حدود 5 تا 10 درصد از جمعیت زنان را گرفتار می‌کند. در این سندروم تخمدان‌ها بزرگ شده و حاوی چند کیست کوچک می‌شوند که با یک یا چندین نشانه شامل قاعدگی غیر طبیعی، افزایش موی بدن، آکنه، و ناباروری، مشخص می‌شود و خطر ابتلا به چاقی، دیابت، فشار خون واحتمال بیماری‌های قلبی- عروقی را افزایش می‌دهد. افراد مبتلا به این سندرم دچار مقاومت به انسولین و هیپرانسولیمی هستند (Azziz, 2005). مطالعات نشان داده است که انسولین دارای اثرات عمیقی در دو سطح استرومای تخمدان و فولیکول است. انسولین ترشح آندروژن‌ها را در تخمدان القا می‌کند وافزایش آندروژن به نوبه‌ی خود باعث آترزی یا تحلیل فولیکول در حال رشد می‌شود. بنابراین، الگوهای ترشح طبیعی استروژن مختل شده و با عدم وقوع موج هورمونLH در اواسط سیکل، ترشح پروژسترون در فاز لوتئال وجود ندارد. بیشتر زنان مبتلا به PCOS، دارای افزایش سطح سرمی LH، سطح سرمی FSH در محدوده‌ی پایین و افزایش نسبت LHبه FSH می باشند (Carmina et al., 1992).
علایم هیپرآندروژنیسم بالینی نظیر هیرسوتیسم، آکنه و بروز خصوصیات مردانه در حدود 66 درصد از نوجوانان مبتلا به PCOS مشاهده می‌شود. شایع‌ترین علامت بالینی هیپرآندروژنیسم، هیرسوتیسم است و آکنه یکی از شایع‌ترین تظاهرات پوستی ناشی از هیپرآندروژنیسم است. حدود 17 درصد از زنان مبتلا به آکنه در سونوگرافی، تظاهرات تخمدان پلی‌کیستیک دارند. هیرسوتیسم علل دیگری نیز دارد، از جمله نئوپلاسم‌های تخمدان، هیپرپلازی و تومورهای آدرنال (Azziz, 2003؛ Azziz et al., 2000).
چاقی یک مشخصه‌ی بارز PCOS است، میزان شیوع چاقی حدود 50 درصد است و خطر PCOS با چاقی افزایش می‌یابد. چاقی به پاتوفیزیولوژی PCOS در زنان از طریق تشدید مقاومت به انسولین هیپرانسولینمی کمک می‌کند و افزایش سطح آندروژن فرد را مستعد افزایش سطح کلسترول LDL می‌کند و مقاومت زمینه‌ای به انسولین را تشدید می‌کند. در نتیجه زنان مبتلا به PCOS دارای درجاتی از دیس‌لپیدمی، از قبیل کاهش کلسترول HDL، افزایش کلسترول تام، LDL و تری‌گلیسریدها هستند. بسیاری از این افراد دارای چاقی مرکزی و BMI بالا هستند که خطر سندرم متابولیک را افزایش می‌دهد. (Carmina et al., 2005).
انواع مختلفی از تعاریف برای سندرم متابولیک شده است که از نظر تکیه بر اختلال در متابولیسم گلوگز (مقاومت به انسولین، هیپرانسولینمی، عدم تحمل گلوگز، دیابت ملیتوس) چاقی مرکزی، عوامل خطر ساز قلبی- عروقی (فشار خون بالا، تری‌گلیسرید بالا، کاهش کلسترول HDL) با یکدیگر تفاوت دارند (Farrell and Antoni, 2010). تمرکز بر روی سطح بالای هورمون‌های آندروژنیک خون، مخصوصاً تستوسترون، آندروستندیون، DHEA، DHEA-S، همچنین LH و انسولین، نشان از پایه‌های هورمونی سندرم دارد. تمام این هورمون‌ها در تشدید ترشح آندروژن‌های تخمدانی نقش دارند. ترکیب هیپرانسولینی و یک فنوتیپ چاق می‌تواند در بیماران PCOS با چاقی شدید و سطح بالای هورمون همراه باشد. اثر افزایش سطح آندروژن یا عدم باند شدگی هورمون، می‌تواند از نظر شرایط فیزیکی زنان مانند عادت ماهیانه نامنظم، عدم تخمک‌گذاری، پرمویی و الگوهای تاسی در زنان، زیان‌آور باشد (Carmina et al., 2006).
تحقیقات کلینیکی و پزشکی برای تشخیص و درک پیچیدگی‌های بیولوژیک و رفتار‌های روانی-اجتماعی و خود‌آگاهی در زنان مبتلا به PCOS، گام‌های بلندی را برداشته است. آن‌چه در کشورهای درحال توسعه مهم است و کمتر درک می‌شود، فشارهای روانی- اجتماعی بر سلامت زنان PCOS است. مطالعات انجام گرفته در ایران نشان داده است که 15 تا 20 درصد از زنان در سن باروری بر اساس معیارهای روتردام مبتلا به PCOS هستند (Mehrabian et al., 2011).
تاکنون در ایران مطالعات متعددی در خصوص نشانه‌های مختلف PCOS صورت گرفته است ( Khayat-Khameneie et al., 2012؛ Nazari et al., 2007؛ Ansarin et al., 2007؛ Sheikhha et al, 2007؛ Ramezani-Tehrani et al., 2011؛ Mehrabian et al., 2011, Mehrabian & Eessaei, 2012؛ Moini et al., 2012؛ Kazerooni et al., 2013 و ....)، اما ارتباط میان آن‌ها به طور همزمان در زنان مبتلا مورد مطالعه‌ی کامل قرار نگرفته است. بدیهی است، بررسی همزمان این فاکتورها و مطالعه‌ی ارتباطات و تأثیرات متقابلی که این عوامل با یکدیگر دارند، می‌تواند زمینه‌ساز تشخیص به موقع و درمان این بیماری باشد. در این تحقیق به لحاظ اهمیت این بیماری در ایران و درصد شیوع بالای آن در کشور و لزوم تحقیق در مورد ارتباطات متقابل نشانه‌های PCOS در افراد مبتلا جهت تشخیص به‌موقع بیماری، نشانه‌هایی مانند هیرسوتیسم، BMI، سندرم متابولیک و اختلالات هورمونی زنان PCOS و ارتباط متقابل میان آن‌ها مورد تجزیه و تحلیل قرار گرفته است. کیفیت زندگی نیز در افراد مبتلا با ارائه‌ی پرسش‌نامه مورد بررسی قرار گرفته است. با انجام این تحقیق شایع‌ترین علامت بالینی در افراد PCOS، شایع‌ترین عوامل خونی غیر طبیعی در این افراد، سطح کیفیت زندگی افراد مبتلا، میزان هورمون‌های جنسی در افراد PCOS و ارتباط میان آن‌ها مشخص خواهد شد.

فصل دوم
مروری بر تحقیقات انجام شده
سندرم تخمدان پلی‌کیستیک (PCOS)
سندرم تخمدان پلی‌کیستیک (PCOS) مهم‌ترین ناهنجاری رایج اندوکرین در میان زنان در سن باروری است و شیوع آن بین 7/2 تا 5/7 درصد متغیر است (Balen and Michelmore, 2002؛ Azziz, 2004). تظاهرات بالینی بیماری شامل اختلالات قاعدگی، علائم هیپرآندروژنیک که ممکن است با اختلالات متابولیک همراه باشد که در آن افزایش سطح ترشح انسولین (هیپرانسولینمیا) و مقاومت محیطی به انسولین از ویژگی‌های اصلی می‌باشند. زنان مبتلا به PCOS نسبت به زنان گروه کنترل دارای نسبت بیش‌تری از مقاومت انسولینی هستند. به علاوه، به نظر می‌رسد که مبتلایان به PCOS تظاهرات اولیه‌ی سندرم متابولیک (سندرم x) را نشان می‌دهند، دسته‌ای از ناهنجاری‌ها که با مقاومت به انسولین و افزایش ترشح انسولین جبرانی، افراد را مستعد تری‌گلیسرید بالای پلاسما (Trighly) و کاهش غلظت HDL، افزایش فشار خون و بیماری‌های قلبی عروقی می‌کند (Azziz et al., 2003؛ Chen et al., 2006). یکی از ویژگی‌های زنان مبتلا به PCOS شانس ابتلای بالا آن‌ها به بیماری‌های قلبی و عروقی است (Carmina et al., 2005؛ DeUgrate et al., 2005). نوع خفیفی از PCOS نیز وجود دارد که تشخیص سونوگرافی و هیپرآندروژنیسم خفیف بودن آن را تأیید می‌کند ولیکن عمل‌کرد تخمک‌گذاری آن حفظ شده است. اما این زنان ممکن است مستعد ابتلا به انواع بیماری و نشان دادن برخی از عوارض سندرم‌ باشند (Weiner et al., 2004؛ Stanczyk, 2006).
علل بیماری PCOS هنوز مبهم است. به خوبی مشخص شده است که ترشح نامناسب گنادوتروپین‌ها به ویژه ترشح LH منجر به بروز شکل معمول PCOS می‌شود (Chong et al., 1986؛ Crosignani et al., 1994). مطالعات ژنتیکی در زنان فنلاندی نشان داده است که میزان LH (VLH) بالاست. در بریتانیا زنان هتروزیگوسی که الل V-LH را دارند، دارای سطح بالاتری از هورمون‌های تستوسترون (T)، استرادیون (E2) و گلوبین متصل به هورمون جنسی (SHBG) می‌باشند که ممکن است نشان‌دهنده‌ی تفاوت در عملکرد LH نرمال و V-LH باشد (Michelmore et al., 2001؛ Jonard and Dewailly, 2004). مطالعات متعدد نشان می‌دهد که تخمدان‌های پلی‌کیستیک معمولا آندروژن اضافه تولید می‌کنند. مکانیسم‌هایی که منجر به تولید آندروژن اضافی در PCOS می‌شوند، کاملاً قابل درک نیستند. تحریک شدید و مزمن LH در PCOS موجب ترشح بالای آندروژن‌ها توسط قسمت تکا می‌گردد که احتمالاً توسط فاکتورهای رشد انسولینی و شبه‌انسولینی تقویت می‌شوند (Weiner et al., 2004). بیش‌تر داده‌ها و اطلاعات بیان می‌دارند که اختلال اولیه ممکن است در سطح تخمدان باشد یا همه‌ی تظاهرات سندرم ممکن است به طور ثانویه با افزایش ترشح انسولین رخ دهد (Carmina et al., 2005).
زنان PCOS دارای مقادیر بالای 17-α هیدروکسی پروژسترون و آندرستندیون (A) در پاسخ به آگونیست هورمون آزاد‌کننده‌ی گنادوتروپین (GnRHa) و گنادوتروپین کوریونیک انسانی (hCG) می‌باشند (Jonard and Dewailly, 2004). براساس نتایج مطالعات، مشخص شده است که زنان دارای PCOS دارای یک بی‌نظمی اولیه و ابتدایی P450CA تخمدانی‌اند که منجر به افزایش فعالیت 17-α هیدروکسیلازها و 17 و 20- لیازها در سلول‌های تکا تخمدانی می‌شوند (Azziz et al., 2009).
سابقه‌ی سندرم تخمدان پلی‌کیستیک
در اوایل سال 1844، تغییر اسکلروکیستیک در تخمدان انسانی توسط چریو تشریح شد. اگر چه گزارش‌هایی در سال‌های متمادی نیز ارائه شد، اما در سال 1935 تخمدان پلی‌کیستیک دو طرفه توسط استین و لونتال در یک سندرم بالینی که شامل بی‌نظمی در قاعدگی و یا فقدان قاعدگی، سابقه ناباروری، هیرسوتیسم مردانه و چاقی بود، توصیف شد (Azziz, 2004).
این عوارض تا مدت‌ها به نام سندرم استین و لونتال نامیده می‌شدند. مک آرتور و همکاران (1958)، سطح بالای سرمی LH در زنان مبتلا را مشاهده کردند و در سال 1971 بررسی‌های مقدماتی رادیوایمونواسی (RIAs) مقدمه‌ای بر تشخیص بیوشیمیایی بود. اگر چه مشکوک به‌نظر می‌رسد که در اوایل سال 1962 تنوع گسترده‌ای از علائم بالینی در PCOS وجود داشته است، مفهوم PCOS همراه با غلظت نرمال LH تا سال 1976 درک نشده باشد (Dunaif, 1997). مرحله‌ی مهم بعدی، ارتباط بین مقاومت انسولینی و PCOS بود که توسط کاهن و همکاران (1999) و بورقن و همکاران (1980) توصیف شد.
یافته‌های اولتراسونوگرافیک اولین‌بار سال 1981 تخمدان‌های پلی‌کیستیک را توصیف نمودند. آدامز و همکاران (1986) یک معیار برای توصیف یافته‌های اولتراسونوگرافیک بیان کردند که بعدها به طور گسترده و به خصوص در اروپا مورد استفاده قرار گرفت.
اپیدومیولوژی سندرم تخمدان پلی‌کیستیک
اطلاعات در مورد شیوع PCOS متغیر است و تا اندازه‌ای به معیارهایی که برای بیماری قابل قبول است بازمی‌گردد. اگر PCOS از نظر بیماری‌های بافتی تعریف شود، بین 4/1 تا 5/3 درصد از زنان غیر منتخب و 6/0 تا 3/4 درصد از زنان نابارور از بیماری رنج می‌برند (Franks, 2006). اگر PCOS توسط اولتراسونوگرافی معین شود، میزان شیوع بسته به نوع دستگاه مطالعاتی مورد استفاده، متغیر است (Belosi et al., 2006). تخمدان‌های پلی‌کیستیک در 92 درصد از زنان با هیرسوتیسم ناشناخته، 87 درصد از زنان الیگوآمنورا، 21 تا 23 درصد از زنانی که به طور تصادفی انتخاب شده‌اند، 23 درصد از زنانی که خودشان را نرمال در نظر گرفته‌اند و چرخه‌های قاعدگی منظم را گزارش کرده‌اند و 17 درصد از زنانی که به طور منظم پاپ‌اسمیر را انجام می‌دهند مشاهده شد (Spiroff and Fritz, 2005).
بیش از 25 درصد از زنان ممکن است تصویر سونوگرافی بدون علامت داشته باشند، بنابراین همه‌ی بیماران دچار هیپرآندروژنیسم، PCOS را نشان نمی‌دهند. وقتی پارامترهای بیوشمیایی به عنوان معیار تشخیصی مورد استفاده واقع شد، شیوع PCOS از 5/2 تا 5/7 درصد تغییر کرد. در یک مطالعه از جمعیت زنانی که به صورت تصادفی انتخاب شده بودند، شیوع کلی PCOS حدود 6/4 درصد بود که کم‌ترین مقدار می‌توانست زیر 5/3 درصد باشد و بیش‌ترین آن بالای 2/11 درصد بود. بنابراین، این امر که سندرم تخمدان‌های پلی‌کیستیک یک بیماری رایج اندوکرینولوژی تولیدمثل در زنان است، قابل پذیرش است (Goudas and Dumesic, 1997؛ Cussons et al., 2005).
خصوصیات بالینی سندرم تخمدان پلی‌کیستیک
سندرم تخمدان پلی‌کیستیک یک نشانگان است و بیماری نیست، و علائم بالینی متغیر و اتیولوژی را منعکس می‌کند. اختلالات ژنتیکی تعریف بیماری PCOS را سخت‌تر می‌کنند. انستیتوهای سلامت ملی ـ انسیتوهای ملی سلامت کودکان و توسعه‌ی انسانی (NIH-NICHD) در آوریل 1990 کنفرانسی در مورد PCOS برگزار کردند. در آن کنفرانس تعریف واضح و روشنی به‌دست نیامد، اما بیش‌تر شرکت‌کنندگان معتقد بودند که PCOS بایستی، 1) اختلال در تخمک‌گذاری، 2) شواهد بالینی هیپرآندروژنیسم و یا هیپرآندروژنمیا و 3) بروز اختلالات وابسته نظیر هیپرپرولاکتینمیا، اختلال تیروئید و هیپرپلازی آدرنال تعریف و معین شود. بروز نشانه‌ها قبل از بلوغ در معیارهای تشخیصی به کار برده شده است. اولیگوآمنوره یا اختلال در خونریزی، غالباً از علائم اولیه و مؤلفه‌ی عدم تخمک‌گذاری در PCOS می‌باشد (Rotterdam ESHRE/ASRM, 2004).
افراد PCOS دارای قاعدگی نامنظم مزمن هستند و از چند طریق ممکن است خود را نشان دهند. شاید یکی از ویژگی‌های مشترک در قاعدگی نامنظم، عدم تخمک‌گذاری است. برخی زنان با آمنوره‌ی طولانی مدت همراه هستند که آندومتریال رحم نیز دچار آتروفی شده است. برخی از زنان ابتدا دارای قاعدگی منظم هستند و با افزایش وزن دچار اختلالات قاعدگی می‌شوند. وقوع اولیگوآمنوره تقریبا در 85 تا 90 درصد از زنان PCOS شرح داده شده است، در حالی که در زنان آمنوره، بی‌نظمی در حدود 30 تا 40 درصد گزارش شده است. (Zawadski and Dunaif, 1992؛ Laven et al., 2002)
هیپرآندروژنیسم دومین علامت مشخصه‌ی PCOS است. بارزترین نشانه‌ی هیپرآندروژنیسم در زنان PCOS، پرمویی یا هیرسوتیسم است. هیرسوتیسم در زنان PCOS بین 17 تا 83 درصد متفاوت است. هیرسوتیسم ممکن است در طول دوره‌ی نوجوانی یا پیش از بلوغ پیشرفت کند، یا ممکن است تا دهه‌ی سوم زندگی ظاهر نشود. معیار فریماس گالنی اغلب برای تعیین هیرسوتیسم به کار می‌رود. علامت رایج دیگر هیپرآندروژنیسم آکنه است. علائم آشکار مردانگی مانند الگوهای طاسی مردانه، ریزش مو، افزایش توده‌ی ماهیچه‌ای، صدای بم داشتن یا کلیتورومگالی معمولا نشانه‌ای از وجود یک تومور آندروژن‌زا تخمدانی می‌باشد (Azziz and Zacir, 1989؛ Buncker et al., 1991).
در توصیف استین و لونتال از PCOS، ناباروری جز اصلی بود. شیوع ناباروری به علت عدم تخمک‌گذاری در زنان PCOS بین 35 تا 94 درصد است. در یک مطالعه‌ی بازنگرانه، زنان مبتلا به PCOS بعد از درمان ناباروری همانند سایر زنان می‌توانند بچه‌دار شوند. برخی از مطالعات درصد سقط جنین در زنان PCOS را بالا نشان می‌دهند که علت آن مشخص نمی‌باشد. پیشنهاد شده است که غلظت بالای LH در فاز فولیکولار تأثیر منفی بر حاملگی داشته و سقط جنین را به همراه دارد. اگر چه مطالعات سیستمیک کنترل شده‌ای برای شیوع واقعی چاقی در زنان PCOS وجود ندارد، ولی بیش‌تر کارشناسان دریافته‌اند که 30 تا 50 درصد زنان PCOS چاق هستند. زنان PCOS دارای اندازه‌ی دور شکمی و دور باسنی بالایی هستند، به عبارت دیگر چاقی شکمی دارند (Guthrie et al., 2003).
طبق مطالعات گولکلی و همکاران (1993) که بر روی زنان 14 تا 36 سال انجام شد، PCOS یک اختلال و ناهنجاری در قاعدگی، علائم بالینی، هورمونی و تصاویر سونوگرافی است که در سن 36 سالگی تغییر پیدا نکرده‌اند. همچنین، بیماران مستعد چاقی بوده و اضافه ‌وزن د‌ارند. اگر چه نشان داده شده است که با افزایش سن تا قبل از یائسگی، عوارض هیپرآندروژنیسم کاهش می‌یابد، اما عوارض هیپرآندروژنیسم در زنان PCOS دارای قاعدگی منظم (بعد از 40 سالگی) بیش‌تر می‌شوند (Carmina et al., 1992؛ McClure et al., 1992).
چرخه‌ی قاعدگی
در طول تاریخ، عقاید خرافی بی‌شماری حول و حوش قاعدگی وجود داشته است. در حقیقت، نگرش‌ها و انگاره‌های پیرامون این جنبه از فیزیولوژی جنس مونث به آهستگی تغییر نموده است. خوشبختانه پیشرفت‌های علمی صورت گرفته طی چند دهه‌ی گذشته که موید وجود یک رابطه‌ی پویا بین هورمون‌های هیپوفیزی و گنادی و ماهیت چرخه‌های فرایند تولیدمثلی نرمال بوده‌اند، درک ما را از این مسئله بهبود بخشیده‌اند. تغییرات هورمونی (که با وقایع مورفولوژیک و اتوکرین‌ـ ‌پاراکرین در تخمدان همراه هستند) موجب شده‌اند هماهنگی این سیستم، یکی از جالب‌ترین مسائل در زیست‌شناسی باشد (Gougeon, 1996).
تشخیص و درمان اختلالات عملکرد قاعدگی را بایستی بر مبنای شناخت مکانیسم‌های فیزیولوژیک دخیل در تنظیم چرخه‌های نرمال پی‌ریزی نمود. برای مطالعه‌ی چرخه‌های قاعدگی نرمال، بهتر است این چرخه را به سه فاز تقسیم کنیم: فاز فولیکولار، تخمک‌گذاری و فاز لوتئال. ما هر یک از این فازها را با عطف به تغییرات هورمون‌های هیپوفیزی و تخمدانی بررسی نموده و همچنین عوامل تعیین‌کننده‌ی الگوی تغییرات هورمونی و نیز اثر این هورمون‌ها بر روی تخمدان، هیپوفیز و هیپوتالاموس را در فرایند تنظیم چرخه‌های قاعدگی مورد بحث قرار خواهیم داد (Ok-- et al., 1997).
فاز فولیکولار
در طول فاز فولیکولار، یک سلسله وقایع منظم روی می‌دهند تا این اطمینان حاصل شود که تعداد مناسبی از فولیکول‌ها برای تخمک‌گذاری آماده‌اند. در تخمدان انسان، نتیجه‌ی نهایی این رشد و نمو فولیکولی (معمولاً) باقی ماندن یک فولیکول بالغ است. این فرایند که در یک بازه‌ی زمانی 10 تا 14 روزه روی می‌دهد، با یک سری تأثیرات متوالی هورمون‌ها و پپتیدهای اتوکرین ـ پاراکرین بر روی فولیکول مشخص می‌شود؛ این فرایند باعث می‌شود فولیکولی که قرار است در تخمک‌گذاری شرکت کند، طی دوره‌ای از رشد اولیه، از یک فولیکول بدوی به ترتیب به فولیکول پره‌انترال، فولیکول انترال و فولیکول پیش از تخمک‌گذاری تبدیل شود (Erickson, 1986).
فولیکول بدوی
سلول‌های زایای اولیه در اندودرم کیسه زرده، آلانتوئیس و روده میانی رویان منشأ گرفته و در حوالی هفته‌های 6-5 بارداری به ستیغ تناسلی (Genital ridge) مهاجرت می‌کنند. در هفته‌های 8-6 بارداری، سلول‌های زایا شروع به یک تکثیر میتوزی سریع می‌کنند؛ در هفته‌های 20-16 بارداری، تعداد اووسیت‌ها به حداکثر می‌رسد (مجموعاً 7-6 میلیون اووسیت در هر دو تخمدان). فولیکول بدوی حاوی یک اووسیت است که فاقد رشد بوده و در مرحله‌ی دیپلوتن پروفاز میوز متوقف شده و توسط یک لایه از سلول‌های گرانولوزای دوکی‌شکل احاطه شده است (شکل 2-1) (Chikasawa et al., 1986).
فولیکول‌ها تا زمانی که تعدادشان تمام شود، تحت تمام شرایط فیزولوژیک شروع به رشد کرده و دستخوش آترزی می‌شوند. رشد و آترزی فولیکول‌ها طی بارداری، تخمک‌گذاری یا دوره‌های عدم تخمک‌گذاری متوقف نمی‌شود. این فرایند پویا در تمام سنین (از جمله در دوره‌ی شیرخواری و حول‌وحوش سن یائسگی) ادامه دارد. از هفته‌های 20-16 بارداری که تعداد فولیکول‌ها حداکثر است، شمار اووسیت‌ها به‌طور برگشت‌ناپذیری کاهش می‌یابد. سرعت این کاهش، متناسب با تعداد فولیکول‌های موجود است؛ سریع‌ترین کاهش، پس از تولد روی داده و تعداد فولیکول‌ها در هنگام تولد از 7-6 میلیون فولیکول به 2 میلیون می‌رسد؛ در هنگام بلوغ تنها 300000 فولیکول وجود دارد. از این ذخیره‌ی عظیم، حدود 400 فولیکول در طول سال‌های باروری یک زن در تخمک‌گذاری شرکت می‌کنند (Baker and Scrimgeour, 1980).
مکانیسم تعیین این که طی یک چرخه‌ی قاعدگی، کدام فولیکول‌ها و چه تعداد فولیکول شروع به رشد کنند، نامشخص است. به نظر می‌رسد تعداد فولیکول‌هایی که در هر چرخه شروع به رشد می‌کنند، وابسته به تعداد فولیکول‌های بدوی غیرفعال موجود در تخمدان است. با کاهش تعداد این فولیکول‌ها (مثلاً به دنبال برداشتن یکی از تخمدان‌ها)، فولیکول‌های باقی‌مانده میزان دسترسی‌پذیری به خود را به مرور زمان تغییر می‌دهند. این احتمال وجود دارد که فولیکولی که برای ایفای نقش رهبری در یک چرخه‌ی قاعدگی انتخاب شده است، به دلیل آمادگی به موقع آن فولیکول (احتمالاً از طریق فعالیت‌های اتوکرین ـ پاراکرین در محیط میکروسکوپیک پیرامون خود) و تحریک مناسب هورمون‌های تروپیک انتخاب شده باشد. نخستین فولیکولی که بتواند به چنین تحریکی پاسخ دهد، از سایر فولیکول‌ها پیش افتاده و این موقعیت را هیچ‌گاه از دست نمی‌دهد. با این حال، مجموعه‌ی فولیکول‌هایی که همزمان با هم شروع به رشد می‌کنند، وارد یک رقابت تنگاتنگ می‌شوند که در نهایت تنها یک فولیکول، موفق از آن خارج می‌شود (Pache et al., 1990).

شکل 2-1- برش عرضی تخمدان (برگرفته از Chedumbarum Pillay, 2009)
فولیکول پیش انترال
با تسریع رشد فولیکول در پی بزرگ‌شدن اووسیت و احاطه شدن آن توسط یک غشا (زونا پلوسیدا) فولیکول وارد مرحله پیش انترال می‌گردد. سلول‌های گرانولوزا تکثیر شده و چند لایه را به وجود می‌آورند. در همین حین، لایه‌ی تکا به‌تدریج از استرومای اطراف شکل می‌گیرد. این رشد وابسته به گنادوتروپین‌ها بوده و با افزایش تولید استروژن ارتباط دارد. مطالعات مولکولی نشان می‌دهند که تمام سلول‌های گرانولوزای فولیکول‌های بالغ از سه سلول پیش‌ساز مشتق می‌شوند (Hillier, 1991).


سلول‌های گرانولوزای فولیکول‌های پیش انترال این قابلیت را دارند که هر سه گروه استروئیدها را سنتز کنند؛ با این حال تولید استروژن‌ها توسط این سلول‌ها به نحو قابل توجهی بیش از تولید آندروژن‌ها یا پروژستین‌هاست. یک سیستم آنزیمی آروماتاز، آندروژن‌ها را به استروژن‌ها تبدیل می‌کند؛ این سیستم، یک عامل محدود‌کننده‌ی تولید استروژن توسط تخمدان‌هاست. آروماتیزاسیون توسط FSH القا یا فعال می‌گردد. اتصال FSH به گیرنده‌ی خود و فعال ساختن آدنیلات سیکلاز به بیان mRNAهای مختلف منجر می‌گردد. این mRNAها پروتئین‌های مسئول تکثیر، تمایز و فعالیت‌های سلولی را رمزگردانی می‌کنند. به این ترتیب FSH، هم آغازگر استروئیدوژنز در سلول‌های گرانولوزا بوده و هم رشد سلول‌های گرانولوزا را تحریک می‌کند (Sasano et al., 1989).
تا مرحله‌ی پیش انترال، گیرنده‌های اختصاصی FSH بر روی سلول‌های گرانولوزا قابل تشخیص نیستند. فولیکول‌های پیش انترال برای آروماتیزه کردن آندروژن‌ها و تولید محیط استروژنی خود نیازمند حضور FSH هستند. به این ترتیب تولید استروژن توسط تعداد گیرنده‌های FSH محدود می‌گردد. تجویز FSH غلظت گیرنده‌های آن را بر روی سلول‌های گرانولوزا افزایش و کاهش خواهد داد (تنظیم افزایشی (Up-rgulation) و تنظیم کاهشی (Down-regulation)). این اثر، تحت تنظیم فاکتورهای رشد است. گیرنده‌های FSH به سرعت به غلظتی حدود 1500 گیرنده به ازای هر سلول گرانولوزا می‌رسند (Schipper et al., 1998).
FSH از طریق سیستم G پروتئینی آدنیلات سیکلاز عمل می‌کند. این سیستم در معرض تنظیم کاهشی و کنترل توسط فاکتورهای زیادی است، از جمله سیستم میانجی کلسیم ـ کالمودولین، هر چند استروئیدوژنز در فولیکول‌های تخمدان عمدتاً تحت تنظیم گنادوتروپین‌هاست، اما چندین مسیر پیام‌رسانی وجود دارد که به جز گنادوتروپین‌ها به فاکتورهای دیگر نیز واکنش نشان می‌دهند. به جز سیستم آنزیمی آدنیلات سیکلاز، این مسیرها عبارتند از: کانال‌های یونی، گیرنده‌های تیروزین کینازی و سیستم‌ فسفولیپازی پیامبرهای ثانویه. این مسیرها توسط فاکتورهای زیادی تنظیم می‌گردند. از جمله: فاکتورهای رشد، اکسید نیتریک، پروستاگلاندین‌ها و پپتیدهایی مانند GnRH، آنژیوتانسین II، α-TNF و VIP (پپتید وازواکتیو روده‌ای). اتصال LH به گیرنده خود در تخمدان نیز با فعال شدن مسیر آدنیلات سیکلاز – AMP حلقوی از طریق مکانیسم G پروتئین همراه است (Ling et al., 1986؛ Xiao et al., 1992).
FSH در کنار استروژن به طور سینرژیستیک، یک اثر میتوژنیک را (حداقل در غیر نخستی‌ها) بر روی سلول‌های گرانولوزا اعمال کرده و باعث تکثیر این سلول‌ها می‌شوند. FSH و استروژن در کنار هم موجب افزایش سریع تعداد گیرنده‌های FSH می‌شوند؛ این امر تا حدی ناشی از افزایش تعداد سلول‌های گرانولوزا می‌باشد. حضور اولیه‌ی استروژن در داخل فولیکول، این امکان را فراهم می‌کند تا فولیکول به غلظت‌های به نسبت پایین FSH پاسخ ‌دهد. این پدیده، یکی از عملکردهای اتوکرین استروژن در داخل فولیکول است. با ادامه‌ی رشد فولیکول، سلول‌های گرانولوزا به جمعیت‌های سلولی مختلفی تمایز می‌یابند. به نظر می‌سد چگونگی تمایز توسط موقعیت سلول‌ها نسبت به اووسیت تعیین می‌شود (Urban et al., 1991).
نوعی سیستم ارتباطی در داخل فولیکول وجود دارد. لازم نیست که تمام سلول‌ها دارای گیرنده‌های گنادوتروپین باشند، سلول‌هایی که دارای گیرنده‌ گنادوتروپین هستند می‌توانند پیام را از طریق پیوندگاه‌های شکاف‌دار منتقل کنند. این امر باعث فعال شدن پروتئین کیناز در سلول‌هایی می‌شود که فاقد گیرنده هستند. به این ترتیب علی‌رغم آن که تنها بخشی از سلول‌ها به هورمون متصل می‌شوند، اثر هورمون می‌تواند در سراسر فولیکول اعمال شود. این سیستم ارتباطی باعث عملکرد هماهنگ و هم‌نوا در سراسر فولیکول می‌شود؛ فعالیت این سیستم در جسم زرد نیز ادامه می‌یابد (Zambrano et al., 1995).
نقش آندروژن‌ها در رشد و نمو اولیه فولیکول‌ها پیچیده است. گیرنده‌های اختصاصی آندروژن‌ها نه تنها به عنوان سوبسترای آروماتیزاسیون وابسته به FSH عمل می‌کنند، بلکه در غلظت‌های پایین می‌توانند باعث تقویت بیش از پیش فعالیت آروماتاز شوند. زمانی که سلول‌های گرانولوزا پیش انترال در یک محیط غنی از آندروژن قرار گیرند، بیش‌تر در راستای تبدیل آندروژن‌ها به آندروژن‌های قوی‌تری که در موقعیت 5-α احیا شوند و در واقع، فعالیت آروماتاز را مهار می‌کنند. این آندروژن‌ها، اثر FSH را نیز در القای تشکیل گیرنده‌های LH مهار می‌کنند؛ این امر یکی دیگر از گام‌های اساسی در رشد و نمو فولیکول است (Sasano, 1994).
سرنوشت فولیکول پیش انترال در موازنه‌ای ظریف است. آندوروژن‌ها در غلظت‌های پایین‌، آروماتیزاسیون خود را تقویت کرده و در تولید استروژن شرکت می‌کنند. در غلظت‌های بالاتر، ظرفیت محدود آروماتیزاسیون اشباع شده و فولیکول، آندروژنیک و نهایتاً دچار آترزی می‌شود. رشد و نمو فولیکول تنها در صورتی پیشرفت می‌کند که هنگام ظهور آن، سطح FSH بالا و سطح LH پایین باشد. فولیکول‌هایی که در انتهای فاز لوتئال یا اوایل چرخه بعد ظاهر می‌شوند از بخت خوبی برخوردار هستند، زیرا در این محیط، آروماتیزاسیون در سلول‌های گرانولوزا می‌تواند فرایند غالب باشد. موفقیت فولیکول در گرو قابلیت آن در تبدیل یک محیط آندروژن ـ غالب به یک محیط استروژن ـ غالب است (Bicsak et al., 1986).
فولیکول انترال
تحت اثر سینرژیستیک استروژن و FSH، تولید مایع فولیکولی افزایش می‌یابد. این مایع در فضای بین سلول‌های گرانولوزا تجمع پیدا می‌کند. در نهایت این فضاها به هم پیوسته و یک حفره را تشکیل می‌دهند. این امر به موازات انتقال تدریجی فولیکول به مرحله انترال صورت می‌گیرد. تجمع مایع فولیکولی، ابزاری را فراهم می‌کند که اووسیت و سلول‌های گرانولوزای پیرامون آن می‌تواند از طریق آن در یک محیط اندوکرین اختصاصی پرورش یابند. در این هنگام، سلول‌های گرانولوزای احاطه‌کننده‌ی اووسیت، کومولوس اووفروس خوانده می‌شوند. تصور می‌شود تمایز این سلول‌ها، پاسخی در برابر سیگنال‌های نشأت گرفته از اووسیت باشد. مایع فولیکولی، غنی از هورمون‌ها، فاکتورهای رشد و سیتوکین‌ها بوده و محیطی را فراهم می‌آورد که برای رشد و بلوغ منظم اووسیت و سلول‌های اطراف آن ضروری است (Richards et al., 1987).
در حضور FSH، استروژن تبدیل به ماده‌ی غالب در مایع فولیکولی می‌شود. برعکس، در غیاب FSH، غلبه با آندروژن‌هاست. به‌طور طبیعی، LH تا اواسط چرخه در مایع فولیکولی وجود ندارد. چنانچه سطح LH پیش از موعد در پلاسما و مایع انترال افزایش یابد، فعالیت میتوزی سلول‌های گرانولوزا کاهش یافته، تغییرات دژنراتیو به وقوع پیوسته و سطح آندروژن‌ها در داخل فولیکول افزایش می‌یابد. به این ترتیب، غلبه FSH و استروژن برای برقرار ماندن جمعیت سلول‌های گرانولوزا و ادامه‌ی رشد فولیکول ضروری است. آن دسته از فولیکول‌های انترال که دارای بالاترین میزان تکثیر سلول‌های گرانولوزا هستند، دارای بالاترین غلظت‌های استروژن و پایین‌ترین نسبت‌های آندروژن به استروژن هستند. احتمال این که این دسته از فولیکول‌ها میزبان یک اووسیت سالم باشند، بیش‌تر است. محیط آندروژنی، تکثیر سلول‌های گرانولوزا (در اثر القای استروژن) را آنتاگونیزه می‌کند و چنانچه این محیط، پایدار بماند تغییرات دژنراتیو در اووسیت شروع خواهد شد (Xia et al., 1992).
غلظت استروئیدهای موجود در مایع فولیکولی هزاران برابر پلاسما می‌باشد؛ این مسئله نشان‌دهنده‌ی ظرفیت عملکردی سلول‌های گرانولوزا و تکای پیرامون اووسیت است. سنتز هورمون‌های استروئیدی در داخل فولیکول، به لحاظ عملکردی در دو بخش جداگانه صورت می‌گیرد که اصطلاحاً سیستم دو سلولی نامیده می‌شود (Wildt et al., 1981).
انتخاب فولیکول غالب
تبدیل موفقیت‌آمیز به یک فولیکول غالب توسط استروژن، نشانگر انتخاب فولیکولی است که قرار است در تخمک‌گذاری شرکت کند. به جز موارد نادر، تنها یک فولیکول به مرحله‌ی تخمک‌گذاری می‌رسد. فرایند انتخاب فولیکول تا اندازه‌ی زیادی مرهون دو عملکرد استروژن است: 1) تعامل موضعی بین استروژن و FSH در داخل فولیکول؛ و 2) تأثیر استروژن بر روی ترشح FSH از هیپوفیز. در حالی که استروژن یک اثر مثبت را بر روی فعالیت FSH در داخل فولیکول در حال بلوغ اعمال می‌کند، ارتباط پس‌خوراند منفی آن با FSH در سطح هیپوتالاموس – هیپوفیز باعث برداشته شدن چتر حمایتی گنادوتروپین‌ها از روی سایر فولیکول‌های کم‌تر تکامل یافته می‌شود (Mortola et al., 1992). افت سطح FSH باعث کاهش فعالیت آروماتازی وابسته به FSH می‌شود. این امر باعث محدودشدن تولید استروژن در فولیکول‌هایی می‌شود که رشد کم‌تری کرده‌اند. حتی اگر فولیکول‌های کوچکتر، یک محیط استروژنی را نیز ایجاد کنند، افت سطح FSH باعث مختل شدن تکثیر و عملکرد سلول‌های گرانولوزا شده و موجب تبدیل محیط استروژنی به محیط آندروژنی می‌گردد. به این ترتیب افت سطح FSH باعث القای آترزی برگشت‌ناپذیر فولیکول می‌شود. در واقع نخستین اتفاق در فرایند آترزی، کاهش تعداد گیرنده‌های FSH در لایه گرانولوزا می‌باشد (Xiao et al., 1992).
از دست رفتن اووسیت‌ها (و فولیکول‌ها) طی فرایند آترزی، حاصل تغییر در بسیاری از فاکتورهاست. قطعاً تحریک و محرومیت از گنادوتروپین‌ها در این قضیه نقش مهمی دارد، اما استروئیدهای تخمدانی و فاکتورهای اتوکرین – پاراکرین نیز در این فرایند دخالت دارند. پیامد این تغییرات نامطلوب، آترزی است که طی فرایندی به نام آپوپتوز به وقوع می‌پیوندد. نخستین علامت آترزی، تغییر در mRNAهای مورد نیاز برای ساخت پروتئین‌های سلولی حفظ‌کننده‌ی یک‌پارچگی فولیکول است. این نوع مرگ طبیعی، فرایندی فیزیولوژیک بوده و با مرگ پاتولوژیک سلول‌ها طی نکروز فرق دارد. به محض آن که سلول‌ها وارد فرایند آپوپتوز شدند، پاسخ آن‌ها به FSH توسط فاکتورهای رشد موضعی تغییر می‌کند. TNF (که توسط سلول‌های گرانولوزا تولید می‌شود) به جز در فولیکول غالب، مانع از تحریک ترشح استرادیول توسط FSH می‌شود. بین بیان TNF و تحریک سلول‌های گرانولوزا توسط گنادوتروپین‌ها، یک ارتباط معکوس وجود دارد. به این ترتیب، به موازات آن که فولیکول موفق (غالب) پاسخ خود را به گنادوتروپین‌ها افزایش می‌دهد، تولید TNF وسط آن کاهش می‌یابد. در فولیکول‌هایی که نمی‌توانند به گنادوتروپین‌ها پاسخ دهند، تولید TNF افزایش می‌یابد؛ این امر، مرگ آن‌ها را تسریع می‌کند (Mason et al., 1985؛ Kaiser et al., 1992).
در روز پنجم چرخه‌ی قاعدگی می‌توان نوعی عدم تقارن را در سطح استروژن خون وریدی خارج شده از تخمدان‌ها (که بیانگر عدم تقارن در تولید استروژن توسط تخمدان است) مشاهده نمود. این امر نشان‌دهنده‌ی ظهور فولیکول غالب است. روز 5 چرخه، متناظر با افت تدریجی سطح FSH در اواسط فاز فولیکولار است. این عدم تقارن پیش از افزایش قطری که نشانه‌ی ظهور فیزیکی فولیکول غالب است مشاهده می‌شود. این زمان، دوره‌ای حیاتی در چرخه است. چنانچه استروژن اگزوژن حتی پس از انتخاب فولیکول غالب تجویز شود، رشد و نمو فولیکول (قبل از تخمک‌گذاری) متوقف شده و فولیکول به دنبال کاهش سطح FSH به زیر سطح نگهدارنده، دچار آترزی می‌گردد. از آنجایی که فولیکول‌های کوچکتر وارد فرایند آترزی شده‌اند، از دست رفتن فولیکول غالب طی این دوره‌ی زمانی، مستلزم شروعی دوباره و فراخوانی دسته‌ای دیگر از فولیکول‌های پیش انترال است (Rivier et al., 1986).
پس‌خوراند منفی استروژن بر روی FSH، رشد تمام فولیکول‌ها را به جز فولیکول غالب مهار می‌کند. فولیکول انتخاب شده همچنان وابسته به FSH در پلاسما، رشد خود را پیش از تخمک‌گذاری کامل کند. به این ترتیب، فولیکول غالب باید از پیامدهای سرکوب FSH (که حاصل تولید رو به افزایش استروژن توسط خود فولیکول است) بگریزد. فولیکول غالب دارای دو مزیت قابل توجه است: 1) شمار بیش‌تر گیرنده‌های FSH (که در پی تکثیر سلول‌های گرانولوزا که با سرعتی بیش از سایر فولیکول‌ها تکثیر می‌شوند، حاصل می‌شود؛ و 2) تقویت فعالیت FSH (به دلیل غلظت بالای استروژن داخل فولیکولی که از پیامدهای مولکول‌های اتوکرین – پاراکرین موضعی است). به این ترتیب فولیکول غالب نسبت به FSH حساس‌تر است، و تا هنگامی که حداقل طول مدت تماس با FSH، از ابتدا فراهم باشد، تکامل فولیکول غالب ادامه می‌یابد. به این ترتیب عامل محرک آروماتیزاسیون (FSH) می‌تواند حفظ شود، حال آن که در همین زمان، FSH از سایر فولیکول‌هایی که کم‌تر تکامل یافته‌اند دریغ می‌شود. بدین سان به موازات افزایش سطح استروژن، موج آترزی در میان فولیکول‌های کوچک‌تر مشاهده می‌گردد (Buckler et al., 1989).
ایجاد جمعیت بزرگ‌تری از سلول‌های گرانولوزا با رشد بیش‌تر عروق لایه‌ی تکا همراه است. در حوالی روز نهم چرخه، ساختار عروقی لایه‌ی تکای فولیکول غالب، دو برابر سایر فولیکول‌های انترال است. بدین وسیله این امکان فراهم می‌شود که گنادوتروپین‌ها به طور ترجیحی به فولیکول غالب تحویل شوند. به این ترتیب فولیکول غالب پاسخ‌دهی به FSH را حفظ کرده و علی‌رغم کاهش سطح گنادوتروپین‌ها، به رشد و فعالیت خود ادامه می‌دهد (Filicori et al., 1986؛ Magoffin, 1991).
به منظور پاسخ به صعود هورمون‌ها در هنگام تخمک‌گذاری و تبدیل موفقیت‌آمیز به جسم زرد، سلول‌های گرانولوزا باید دارای گیرنده‌های LH باشند. FSH، تشکیل گیرنده‌های LH بر روی سلول‌های گرانولوزای فولیکول‌های انترال بزرگ را القا می‌نماید. در این جا نیز استروژن و پپتیدهای اتوکرین – پاراکرین موضعی (در نخستی‌ها) به عنوان هماهنگ ‌کننده‌های اصلی عمل می‌کنند. با افزایش غلظت استروژن در داخل فولیکول، FSH کانون اثر خود را از تنظیم افزایش گیرنده خود به تولید گیرنده‌های LH تغییر می‌دهد. قابلیت تداوم پاسخ‌دهی علی‌رغم کاهش سطح FSH و همچنین وجود محیطی با غلظت بالای استروژن موضعی در فولیکول غالب، شرایط بهینه را برای تولید گیرنده‌های LH فراهم می‌آورد. LH می‌تواند تولید گیرنده‌های خود را در سلول‌های گرانولوزای تحریک‌شده توسط FSH القا نماید، اما مکانیسم اصلی شامل تحریک توسط FSH و تقویت به‌وسیله استروژن است. نقش استروژن فراتر از سینرژیسم و تقویت اثر FSH است؛ وجود استروژن الزامی است (Evans et al., 1992).
فولیکول پیش تخمک‌گذاری
سلول‌های گرانولوزای فولیکول پیش‌تخمک‌گذاری بزرگ‌شده و دارای انکولوزیون‌های لیپیدی می‌شوند، حال آن که لایه تکا واکوئله شده و دارای عروق زیادی می‌شود؛ این وضعیت به فولیکول پیش تخمک‌گذاری، یک نمای پرخون می‌دهد. اووسیت وارد فرایند میوز شده و به پایان تقسیم کاهشی (Reduction division) خود نزدیک می‌شود. با نزدیک شدن به زمان بلوغ، فولیکول پیش‌تخمک‌گذاری مقادیر بیش‌تری استروژن تولید می‌کند. در اواخر فاز فولیکولار، سطح استروژن ابتدا به آهستگی بالا می‌رود، سپس این افزایش شتاب گرفته و سطح استروژن حدود 24 تا 36 ساعت پیش از تخمک‌گذاری به اوج می‌رسد. فوران LH هنگامی آغاز می‌گردد که سطح استرادیول به بالاترین میزان خود برسد. فوران LH ضمن آن‌که فولیکول انتخاب شده را برای تخمک‌گذاری تحریک می‌کند، سرنوشت فولیکول‌های باقی‌مانده را نیز تعیین می‌کند. در فولیکول‌های باقی‌مانده (که دارای سطح پایین‌تری از استروژن و FSH هستند)، LH باعث غلبه بیش از پیش آندروژن می‌شود (Zelinski- Wooten et al., 1993).
LH از طریق گیرنده‌های خود، لوتئینیزه شدن سلول‌های گرانولوزای فولیکول غالب را تحریک می‌کند؛ این فرایند به تولید پروژسترون منجر می‌شود. گیرنده LH به محض تولید، ادامه‌ی رشد سلول‌ها را مهار کرده و انرژی سلول ‌را معطوف به استروئیدوژنز می‌کند (IGF این فعالیت را تقویت می‌کند). در حوالی روز 10 چرخه، می‌توان افزایش سطح پروژسترون را در خون وریدی خارج شده از تخمدان حاوی فولیکول پیش‌تخمک‌گذاری مشاهده نمود. این افزایش اندک اما پراهمیت، از نظر فیزیولوژیک در تولید پروژسترون در دوره‌ی پیش از تخمک‌گذاری اهمیت بسیار زیادی دارد. پیش از این زمان، سطح خونی پروژسترون حاصل تولید پروژسترون توسط غده‌ی آدرنال است. در دوره‌ی پیش از تخمک‌گذاری، گیرنده‌های پروژسترون به تدریج بر روی سلول‌های گرانولوزای فولیکول غالب پدیدار می‌شوند. از گذشته این عقیده وجود داشته است که گیرنده‌های پروژسترون در پاسخ به استروژن و از طریق یک مکانیسم وابسته به گیرنده‌ی استروژن بیان می‌شوند؛ اما این‌گونه نیست. طی مطالعه‌ی میمون‌ها، شواهدی قوی به دست آمده‌اند که نشان می‌دهند LH، بیان گیرنده‌های پروژسترون را در سلول‌های گرانولوزا تحریک می‌کند. نتایج بررسی‌های آزمایشگاهی سلول‌های انسانی نشان می‌دهند که سطح پروژسترون و بیان گیرنده‌های پروژسترون در دوره‌ی پیش از تخمک‌گذاری مستقیماً میتوز را در سلول‌های گرانولوزا مهار می‌کند. احتمالاً علت آن که تکثیر سلول‌های گرانولوزا به محض پیدایش گیرنده‌های LH بر روی این سلول‌ها دچار محدودیت می‌شود، همین مسئله است (Zelinski-Wooten et al., 1994).
پروژسترون، پاسخ پس‌خوراندی مثبت به استروژن را طی دو الگوی وابسته به زمان و وابسته به دوز، تحت تاثیر قرار می‌دهد. چنانچه پروژسترون زمانی تجویز شود که استروژن کافی فراهم باشد، می‌تواند با اثر مستقیم بر روی هیپوفیز باعث تسهیل پاسخ پس‌خوراندی مثبت به استروژن شود. اگر سطح استرادیول از حد آستانه پایین‌تر باشد، پروژسترون می‌تواند مشخصاً باعث صعود سطح LH شود. به این ترتیب با تجویز پروژستین در زنانی که دچار آمنوره و عدم تخمک‌گذاری هستند، گاه در کمال تعجب تخمک‌گذاری شروع می‌شود. چنانچه پروژسترون پیش از محرک استروژنی یا در دوزهای بالا (که منجر به ایجاد سطوح خونی بالای 2 نانوگرم در میلی‌لیتر شود) تجویز گردد، فوران LH در اواسط چرخه مهار می‌شود (Pellicer et al., 1991).
سطوح نسبتاً پایین پروژسترون که از فولیکول در حال رسیدن سرچشمه می‌گیرد، در هماهنگ‌سازی دقیق فوران هورمون‌ها در اواسط چرخه نقش دارد. پروژسترون علاوه بر این که دارای اثر تسهیل‌کنندگی بر روی LH است، در اواسط چرخه نقش مهمی در فوران FSH دارد. این اثر پروژسترون را می‌توان به عنوان گامی دیگر برای اطمینان از تکمیل اثر FSH بر روی فولیکول دانست (به‌ویژه اطمینان از این که مجموعه‌ای کامل از گیرنده‌های LH در لایه گرانولوزا وجود داشته باشد). در برخی شرایط آزمایشگاهی، افزایش سطح استرادیول می‌تواند به تنهایی باعث فوران همزمان FSH و LH شود؛ این یافته نشان می‌دهند که پروژسترون به طور قطع، اثر استرادیول را تقویت می‌کند، اما ممکن است وجود آن ضروری نباشد. با این حال، متوقف ساختن سنتز پروژسترون در اواسط چرخه یا مهار عملکرد آن در میمون‌ها باعث مختل شدن فرایند تخمک‌گذاری و لوتئیتزاسیون می‌شود. استروژن و پروژسترون برای ایجاد این اثرات، نیازمند وجود و عملکرد مداوم GnRH هستند (Hild-Pelito et al., 1988).
سطح پلاسمای 17- α هیدروکسی پروژسترون در دوره‌ی پیش از تخمک‌گذاری افزایش می‌یابد. به نظر نمی‌رسد که این استروئید در تنظیم چرخه نقش داشته باشد. وجود این ماده در خون صرفاً حاصل ترشح آن به عنوان یک ترکیب حد واسط است. افزایش سطح آندروژن‌ها در این مرحله از چرخه می‌تواند با دو هدف صورت گیرد: 1) نقش موضعی آندروژن‌ها در تخمدان جهت تقویت فرایند آترزی، و 2) ایجاد اثر سیستمیک برای افزایش میل جنسی. آندروژن‌های داخل تخمدانی باعث تسریع مرگ سلول‌های گرانولوزا و آترزی فولیکول‌ها می‌شوند. مکانیسم اختصاصی این اثر نامشخص است. با این حال می‌توان آن را حاصل مهار اثر استروژن و فاکتورهای اتوکرین ـ پاراکرین در تقویت اثر FSH دانست. به این ترتیب، آندروژن‌ها ممکن است برای حصول اطمینان از آن که تنها یک فولیکول غالب به نقطه‌ی تخمک‌گذاری می‌رسد، نقشی تنظیمی را برعهده داشته باشند (Hernandez et al., 1990).
میل جنسی را می‌توان با تجویز آندروژن‌ها تحریک نمود. چنانچه افزایش سطح آندروژن‌ها در اواسط چرخه، محرک میل جنسی باشد، آن گاه بایستی همزمان با این افزایش، فعالیت جنسی فرد نیز افزایش یابد. مطالعات اولیه نتوانستند این الگو را نشان دهند، زیرا در این مطالعات، عمدتاً مردان آغازگر فعالیت جنسی بودند. چنانچه تنها رفتارهای جنسی آغاز شده توسط زنان مورد مطالعه قرار گیرد، می‌توان افزایش فعالیت جنسی زنان را در طول فاز تخمک‌گذاری چرخه‌ی قاعدگی مشاهده نمود. گزارش شده است که فعالیت جنسی زوج‌ها در زمان تخمک‌گذاری افزایش می‌یابد. به این ترتیب افزایش سطح آندروژن‌ها در اواسط چرخه می‌تواند باعث افزایش فعالیت جنسی در زمانی شود که بیش‌ترین احتمال حاملگی وجود دارد (Hernandez et al., 1990).
تخمک‌گذاری
فولیکول پیش‌تخمک‌گذاری از طریق تولید استرادیول، تخمک‌گذاری خود را تحریک می‌کند. زمان‌بندی چرخه‌ها (حتی در یک فرد خاص) از تنوع قابل توجهی برخوردار است. طبق یک برآورد دقیق و مستدل، می‌توان گفت که تخمک‌گذاری 12-10 ساعت پس از فوران LH و 36-34 ساعت پس از فوران استرادیول روی می‌دهد. به نظر می‌رسد که شروع فوران LH، قابل اعتماد‌ترین شاخص برای پیش‌بینی زمان تخمک‌گذاری است؛ سطح LH، 36-24 ساعت پیش از پاره شدن فولیکول شروع به افزایش می‌کند. به منظور تکمیل بلوغ اووسیت، غلظت LH باید به مدت 72-14 ساعت در یک حد آستانه حفظ شود. فوران LH معمولا 50-48 ساعت طول می‌کشد. به دلیل لزوم رعایت دقیق زمان‌بندی در برنامه‌های لقاح آزمایشگاهی (IVF)، داده‌های جالبی در اختیار محققان قرار گرفته است. معمولاً فوران LH در حوالی ساعت 3 صبح مشاهده می‌شود؛ در دو سوم از زنان، فوران LH در حد فاصل نیمه شب تا 8 صبح شروع می‌شود. در فصل بهار تخمک‌گذاری عمدتاً در صبح و در فصول پاییز و زمستان عمدتاً در عصر روی می‌دهد. در نیمکره‌ی شمالی، در ماه‌های ژوئیه تا فوریه (اواسط تیر تا اواسط بهمن)، حدود 90 درصد از زنان بین ساعت 4 تا 7 بعد از ظهر تخمک‌گذاری می‌کنند؛ در فصل بهار 50 درصد از زنان در حد فاصل نیمه شب تا 11 صبح تخمک‌گذاری می‌نمایند (Zelinski-Wooten et al., 1994).
اکثر مطالعات نشان داده‌اند که وقوع تخمک‌گذاری در تخمدان راست بیش از تخمدان چپ است (55 درصد در مقابل 45 درصد) و همچنین قابلیت باروری اووسیت‌های نشأت گرفته از تخمدان راست بالاتر است. این که تخمک‌گذاری در تخمدان راست انجام شود یا تخمدان چپ، ویژگی‌های چرخه را تحت تأثیر قرار نمی‌دهد. چرخه‌هایی که فازهای فولیکولار کوتاهی دارند معمولا با تخمک‌گذاری دگرسو (Contraleteral) همراه هستند، اما در چرخه‌هایی که فاز فولیکولار بلندی دارند، تخمک‌گذاری به صورت تصادفی انجام می‌شود. تناوب تخمک‌گذاری در بین دو تخمدان عمدتاً در زنان جوان دیده می‌شود، اما پس از 30 سالگی، تخمک‌گذاری بیش‌تر در تخمدان یک سمت انجام می‌شود؛ با این حال در سراسر سال‌های باروری یک زن، میزان تخمک‌گذاری در تخمدان راست بالاتر است. احتمال بارداری در تخمک‌گذاری‌های دگرسو بیش‌تر از تخمک‌گذاری‌های یک سویه (Ipsilateral) است. احتمال تخمک‌گذاری یک سویه با افزایش سن و کاهش قدرت باروری افزایش می‌یابد (Yoshimura et al., 1987).
فوران گنادوتروپین‌ها باعث تحریک مجموعه وقایع زیادی می‌گردد که حاصل آن‌ها نهایتاً تخمک‌گذاری (آزاد شدن اووسیت‌ و توده‌ای از سلول‌های گرانولوزای اطراف آن) است. فوران LH باعث از سرگیری میوز در اووسیت می‌شود (تا زمانی که اسپرم وارد تخمک نشده و جسم قطبی دوم آزاد نشده باشد، میوز کامل نمی‌شود). افزایش سطح LH موجب آغاز لوتئینیزه شدن سلول‌های گرانولوزا و تولید پروژسترون، افزایش اندازه‌ی توده‌ی سلولی اطراف اووسیت و سنتز پروستاگلاندین‌ها و سایر ایکوزانوئیدهای لازم برای پاره شدن فولیکول نیز می‌شود. فاکتورهای موضعی از بلوغ و لوتئینیزاسیون پیش از موعد اووسیت جلوگیری می‌کنند. درست پیش از تخمک‌گذاری سطح AMP حلقوی در داخل فولیکول افزایش می‌یابد؛ این افزایش در اثر القای LH روی می‌دهد. سلول‌های کومولوس اووفروس با سایر سلول‌های گرانولوزا تفاوت دارند؛ این سلول‌ها فاقد گیرنده‌ی LH بوده و پروژسترون تولید نمی‌کنند؛ اووسیت بیان گیرنده‌های LH را (که حاصل تحریک FSH است) در سلول‌های گرانولوزای مجاور مهار می‌کند. اووسیت سلول‌های کومولوس را قادر می‌سازد تا درست پیش از تخمک‌گذاری به تغییرات بیوشیمیایی و فیزیکی ناشی از گنادوتروپین‌ها پاسخ دهند. احتمالاً آن دسته از فاکتورهای موضعی که از بلوغ اووسیت نارس و لوتئینیزاسیون جلوگیری می‌کنند، تحت کنترل اووسیت هستند. یکی از مدیاتورهای این سیستم کنترلی، اکسید نیتریک است. اکسید نیتریک باعث حفظ پیوندگاه‌های شکاف‌دار می‌گردد. اکسید نیتریک در مقابل از سرگیری فرایند میوز در اووسیت و تخریب شبکه‌ی پیوندگاه‌های شکاف‌دار مقاومت می‌کند؛ این مقاومت تا آنجا ادامه دارد که افزایش شدید سطح LH بر آن غلبه کرده و ارتباط بین اووسیت و سلول‌های فولیکولار را از بین ببرد (Couzinet et al., 1992).
با فوران LH، سطح پروژسترون موجود در فولیکول تا زمان تخمک‌گذاری به افزایش خود ادامه می‌دهد. افزایش پیش‌رونده سطح پروژسترون ممکن است در پایان دادن به اوج LH نقش داشته باشد؛ پروژسترون در غلظت‌های بالا ممکن ست یک اثر پس‌خوراندی منفی را اعمال نماید. پروژسترون علاوه بر اثرات مرکزی خود، قابلیت اتساع جدار فولیکول را نیز افزایش می‌دهد. تغییر در ویژگی‌های الاستیک جدار فولیکولی برای توجیه افزایش سریع حجم مایع فولیکولی، که درست پیش از تخمک‌گذاری روی می‌دهد، ضروری است. این افزایش حجم، تغییر قابل توجهی در فشار داخل فولیکول نمی‌دهد. آزاد شدن تخمک با تغییرات دژنراتیو کلاژن در جدار فولیکول همراه است؛ به این ترتیب جدار فولیکول درست پیش از تخمک‌گذاری نازک و کشیده می‌شود. FSH و LH و پروژسترون فعالیت آنزیم‌های پروتئولیتیک را تحریک می‌کنند. این امر باعث هضم کلاژن موجود در جدار فولیکول و افزایش اتساع‌پذیری آن می‌شود. اوج گرفتن سطح گنادوتروپین‌ها باعث رها شدن هیستامین نیز می‌شود. در برخی مدل‌های آزمایشگاهی، هیستامین به تنهایی می‌تواند تخمک‌گذاری را القا نماید (Hibbert et al., 1996).
فاز لوتئال
پیش از پاره شدن فولیکول و آزاد شدن تخمک، اندازه‌ی سلول‌های گرانولوزا شروع به افزایش می‌کند و این سلول‌ها یک نمای واکوئله‌ی خاص را به خود می‌گیرند که همراه با تجمع یک رنگ‌دانه‌ی زرد به نام لوتئین در آن‌هاست. نام جسم زرد و فرایند لوتئینیزاسیون از اسم این رنگدانه مشتق شده است. طی سه روز نخست پس از تخمک‌گذاری، سلول‌های گرانولوزا به بزرگ شدن ادامه می‌دهند. به علاوه ممکن است سلول‌های لوتئینی تکا از استروما و تکای اطراف تمایز یافته و تبدیل به جزئی از جسم زرد شوند. تجزیه‌ی لامینای قاعده‌ای و واسکولایزه شدن و لوتئینیزاسیون سریع، تعیین منشأ برخی سلول‌ها را دشوار می‌سازد. پس از توقف افزایش LH، نفود مویرگ‌ها به لایه‌ی گرانولوزا شروع می‌شود. مویرگ‌ها به حفره‌ی مرکزی رسیده و اغلب آن را پر از خون می‌کنند. یکی از ویژگی‌های مهم فرایند لوتئینیزاسیون، آنژیوژنز است (Brännström et al., 1997).
در روز 8 یا 9 پس از تخمک‌گذاری، واسکولاریزاسیون به حداکثر می‌رسد؛ این امر با به حداکثر رسیدن سطح خونی استرادیول و پروژسترون همراه است. جسم زرد دارای یکی از بالاترین نسبت‌های جریان خون به جرم واحد در بدن است. گاه رشد عروق منجر به خونریزی‌های توقف‌ناپذیر و اعمال جراحی حاد اورژانس می‌شود؛ این اتفاق در هر زمانی از فاز لوتئال ممکن است روی دهد. در زنانی که تحت درمان با عوامل ضد انعقاد قرار دارند، این یک خطر بالینی قابل توجه است؛ این افراد باید داروهای جلوگیری‌کننده از تخمک‌گذاری دریافت کنند. فعالیت لوتئال طبیعی، مستلزم رشد مناسب فولیکول در پیش از تخمک‌گذاری است. سرکوب FSH در طول فاز فولیکولار باعث کاهش سطح استرادیول در پیش از تخمک‌گذاری می‌شود. سرکوب FSH همچنین باعث کاهش تولید پروژسترون در اواسط فاز لوتئال و کاهش توده‌ی سلول‌های لوتئال می‌گردد (Caraty et al., 1995).
شواهد آزمایشگاهی از این عقیده حمایت می‌کنند که تجمع گیرنده‌های LH در فاز فولیکولار تعیین‌کننده‌ی میزان لوتئینیزاسیون و ظرفیت عملکردی جسم زرد در آینده است. تبدیل موفقیت‌آمیز گرانولوزای بدون رگ فاز فولیکولار به بافت لوتئال واسکولاریزه نیز حائز اهمیت است. از آن جایی که تولید استروئیدها به انتقال کلسترول توسط LDL وابسته است، رگ‌دار شدن لایه گرانولوزا برای فراهم کردن زمینه جهت رسیدن LDL-کلسترول به سلول‌های لوتئال ضروری است؛ به این ترتیب سوبسترای کافی جهت تولید پروژسترون فراهم می‌شود. یکی از وظایف مهم LH، تنظیم اتصال به گیرنده‌ی LDL، فرایند وارد شدن این گیرنده به درون سلول و پردازش پساگیرنده‌ای (Postreceptor processing) است؛ طی مراحل اولیه لوتئینیزاسیون و در پاسخ به افزایش سطح LH در اواسط چرخه، بیان گیرنده LDL در سلول‌های گرانولوزا القا می‌شود. از طریق این مکانیسم، کلسترول در اختیار میتوکندری قرار می‌گیرد تا به عنوان واحد ساختمانی پایه‌ای در استروئیدوژنز مورد استفاده قرار گیرد (Smith et al., 1985).
طول عمر و فعالیت استروئیدوژنیک جسم زرد به تداوم ترشح LH وابسته است. بررسی زنانی که هیپوفیز آن‌ها برداشته شده است نشان می‌دهد که عملکرد نرمال جسم زرد مستلزم وجود دائمی مقادیر اندکی از LH است. تجویز آگونیست‌ها یا آنتاگونیست‌های GnRH یا قطع GnRH در زمانی که تخمک‌گذاری از طریق تجویز GnRH ضربانی القا شده است باعث لوتئولیز فوری می‌شود؛ این یافته مؤید وابستگی جسم زرد به LH است. شواهدی وجود ندارد که نشان دهد سایر هورمون‌های لوتئوتروپیک (مانند پرولاکتین) نقشی را در چرخه‌ی قاعدگی نخستی‌ها ایفا می‌کنند. جسم زرد، هموژن نیست. به جز سلول‌های لوتئال، جسم زرد واجد سلول‌های اندوتلیال، لکوسیت‌ها و فیبروبلاست‌ها نیز می‌باشد. بخش اعظم جسم زرد را سلول‌های غیر استروئید ساز تشکیل می‌دهد (حدود 70 درصد از کل سلول‌ها). سلول‌های ایمنی لکوسیتی، سیتوکین‌های مختلفی را تولید می‌کنند (از جمله اینترلوکین-1β و α-TNF). انواع زیادی از لکوسیت‌ها در جسم زرد حضور دارند که منبعی غنی از آنزیم‌های سیتولیتیک، پروستاگلاندین‌ها و فاکتورهای رشد دخیل در آنژیوژنز، استروئیدوژنز و لوتئولیز را تشکیل می‌دهند (Lei et al., 1991).
جسم زرد یکی از بهترین نمونه‌های ارتباط و تعامل در زیست‌شناسی است. به عنوان مثال سلول‌های استروئید ساز فاکتورهای مؤثر بر آنژیوژنز را تولید می‌نمایند. عملکرد هماهنگ این سیستم، با میزان پیچیدگی آن نسبت عکس دارد. سلول‌های اندوتلیال حدود 35 درصد از سلول‌های یک جسم زرد بالغ را تشکیل می‌دهند. همانند سایر نقاط بدن، در این جا نیز سلول‌های اندوتلیال در واکنش‌های ایمنی و فعالیت‌های اندوکرین شرکت می‌کنند. سلول‌های اندوتلیال منبعی از اندوتلین-1 هستند؛ این ماده در پاسخ به تغییرات جریان خون، فشار خون و فشار اکسیژن بیان می‌شود. به طور طبیعی سطح پروژسترون پس از تخمک‌گذاری به سرعت افزایش می‌یابد. سطح پروژسترون تقریبا 8 روز پس از فوران LH به حداکثر می‌رسد. در طول فاز لوتئال، رشد فولیکول‌های جدید از طریق کاهش سطح گنادوتروپین‌ها (که ناشی از پس‌خوراند منفی استروژن، پروژسترون و اینهیبین –A است) بیش از پیش مهار می‌شود. با پدیدار شدن گیرنده‌های LH بر روی سلول‌های گرانولوزای فولیکول غالب و متعاقباً نمو فولیکول و تبدیل آن به جسم زرد، بیان اینهیبین تحت کنترل LH در می‌آید و به جای اینهیبین –B، اینهیبین –A بیان می‌شود. سطح خونی اینهیبین –A در اواخر فاز فولیکولار رو به افزایش و در اواسط فاز لوتئال به حداکثر می‌رسد. به این ترتیب، اینهیبین –A در سرکوب FSH و به حداقل رساندن سطح آن در فاز فولیکولار نقش دارد. در طول فاز لوتئال، موجی از رشد فولیکول‌های کوچک مشاهده می‌شود؛ این پدیده احتمالاً در پاسخ به فوران FSH در اواسط چرخه بروز می‌کند؛ با این حال، سرکوب FSH در فاز لوتئال ضامن این است که یک فولیکول بزرگ و بالغ ظاهر نشود (Shikone et al., 1996).
ترشح پروژسترون و استرادیول در طول فاز لوتئال اپیزودیک است؛ تغییرات مشاهده شده، ارتباط نزدیکی با پالس‌های LH دارند. به دلیل این ترشح اپیزودیک، طی فازهای لوتئال کاملاً نرمال، سطح پروژسترون در اواسط فاز لوتئال نسبتا پایین است؛ برخی‌ها به غلط تصور می‌کنند که این پایین بودن سطح پروژسترون، نشانگر آن است که فاز لوتئال کافی نمی‌باشد. جسم زرد نخستی‌ها از این لحاظ منحصر به فرد است که استروژن تولید می‌کند؛ با این حال برخلاف فاز فولیکولار، تولید استروژن در فاز لوتئال وابسته به LH است. در داخل جسم زرد، پروژسترون به صورت موضعی عمل نموده و باعث تقویت لوتئینیزاسیون سلول‌های گرانولوزا می‌شود (فرایند لوتئینیزاسیون توسط LH القا می‌شود)، همچنین پروژسترون آپوپتوز را مهار نموده و سنتز خود را (که وابسته به LH است) پشتیبانی می‌کند (Zeleznik and Little-Ihrig, 1990).
در یک چرخه‌ی نرمال، بازه‌ی زمانی بین اوج سطح LH در اواسط چرخه تا قاعدگی به طور ثابت حدود 14 روز است. در عمل، طول 11 تا 17 روزه برای فاز لوتئال، نرمال تلقی می‌شود. در 6-5 درصد از افراد، طول فازهای لوتئال کوتاه است. می‌دانیم که تنوع زیاد طول چرخه در بین زنان مختلف ناشی از تفاوت تعداد روزهای لازم برای رشد و بلوغ فولیکول‌ها در فاز فولیکولار است. فاز لوتئال را نمی‌توان حتی از طریق افزایش پیش‌رونده دز LH به طور نامحدود ادامه داد. این مسئله نشان می‌دهد که از بین رفتن جسم زرد، ناشی از یک مکانیسم لوتئولیتیک فعال است (Retamales et al., 1994).
11-9 روز پس از تخمک‌گذاری، جسم زرد به سرعت دچار دژنراسیون می‌شود؛ مکانیسم دژنراسیون جسم زرد هنوز مشخص نیست. در برخی پستانداران غیر نخستی، یک فاکتور لوتئولیتیک که در رحم تولید شده و توسط استروژن تحریک می‌شود (پروستاگلاندین F2α)، طول عمر جسم زرد را تنظیم می‌کند. هیچ فاکتور لوتئولیتیکی به طور قطعی در چرخه‌ی قاعدگی نخستی‌ها شناسایی نشده است. برداشت رحم در نخستی‌ها، چرخه‌ی تخمدانی را تحت تاثیر قرار نمی‌دهد. پس‌رفت مورفولوژیک سلول‌های لوتئال ممکن است در اثر تحریک استرادیول تولید شده توسط جسم زرد روی دهد. افزایش پیش از موعد سطح خونی استرادیول در اوایل فاز لوتئال باعث افت سریع غلظت پروژسترون می‌شود. تزریق مستقیم استرادیول به درون تخمدان حاوی جسم زرد باعث القای لوتئولیز می‌شود، حال آن که تزریق استرادیول به درون تخمدان سمت مقابل هیچ اثری ندارد. این اثر استروژن ممکن است با واسطه‌ی اکسید نیتریک اعمال شود. اکسید نیتریک باعث تحریک تولید پروستاگلاندین در جسم زرد شده و از تولید پروژسترون می‌کاهد. در جسم زرد انسان، اکسید نیتریک و hCG اثرات متضادی دارند؛ اکسید نیتریک باعث آپوپتوز سلول‌های لوتئال می‌شود. با این حال سیگنال نهایی لوتئولیز، پروستاگلاندین F2α است. پروستاگلاندین F2α در داخل تخمدان تولید می‌شود. تولید این ماده در پاسخ به استروژن لوتئالی صورت می‌گیرد که به طور موضعی سنتز شده است (Sanders et al., 1996).
مطالعات ژنومی، این روابط را تایید می‌کنند؛ در این مطالعات اثر F2α و hCG بر روی بیان ژن مورد بررسی قرار می‌گیرد. در اوایل فاز لوتئال نخستی‌ها، به طور غالب پروستاگلاندین لوتئوتروپیک (PGE2) در داخل جسم زرد سنتز می‌شود؛ در اواخر فاز لوتئال، سنتز پروستاگلاندین در داخل جسم زرد به سمت PGF2α شیفت پیدا می‌کند. استروژن تولید شده توسط جسم زرد دارای یک نقش احتمالی دیگر هست. با توجه به لزوم وجود استروژن برای سنتز گیرنده‌های پروژسترون در آندومتر، استروژن فاز لوتئال ممکن است پس از تخمک‌گذاری برای فراهم کردن امکان تغییرات وابسته به پروژسترون در آندومتر ضروری باشد. یکی از مکانیسم‌های احتمالی دیگر ناباروری یا سقط زودرس، کافی نبودن تعداد گیرنده‌های پروژسترون به علت عدم آماده‌سازی کافی آندومتر توسط استروژن است (شکل دیگری از نقص فاز لوتئال) (Sanders et al., 1996).
عدم تخمک‌گذاری